Противоопухолевая активность макрофагов человека, активированных агонистами рецепторов NOD1 и TLR4 in vitro

• Муругина Нина Евгеньевна
• Муругин Владимир Владимирович
• Пащенков Михаил Владимирович

Резюме

Введение. Опухоль-ассоциированные макрофаги играют важную роль в развитии опухоли, модулируя воспаление, иммуносупрессию и ангиогенез. В зависимости от микроокружения макрофаги могут проявлять как проопухолевую, так и противоопухолевую активность. Агонисты паттерн-распознающих рецепторов, включая Толл-подобные (TLR) и NOD-рецепторы, способствуют индукции противоопухолевой активности макрофагов. Известно, что при сочетанной стимуляции рецепторов NOD1 и TLR4 в макрофагах и в других типах клеток происходит синергическое усиление экспрессии и продукции провоспалительных цитокинов. Однако влияние сочетания агонистов NOD1 и TLR4 на противоопухолевые свойства макрофагов не изучено.

Цель исследования - изучение механизмов противоопухолевой активности макрофагов, стимулированных агонистами рецепторов NOD1, TLR4 и их сочетанием in vitro.

Материал и методы. В качестве мишеней для макрофагов использовали клетки эритромиелоидной HLA-I-негативной линии К562, меченные CFSE. Клетки-мишени сокультивировали с макрофагами человека в присутствии агониста NOD1, агониста TLR4, их сочетания либо без агонистов. Контролем служили культуры К562 без макрофагов. Через 72 ч после начала эксперимента оценивали содержание жизнеспособных клеток-мишеней в культурах с помощью проточной цитометрии. Чтобы уточнить вклад растворимых медиаторов и поверхностных молекул в противоопухолевую активность макрофагов, изучали влияние супернатантов активированных макрофагов на клетки К562, а также разделяли макрофаги и клетки К562 с помощью полупроницаемых мембран. Для оценки вклада фактора некроза опухоли (ФНО) и ИФН-β в противоопухолевое действие макрофагов использовали нейтрализующие антитела. НАДФH-оксидазу ингибировали с помощью апоцинина.

Результаты. Макрофаги, не активированные агонистами NOD1 или TLR4, усиливали рост опухолевых клеток К562 по сравнению с контролем. Отдельно взятые агонисты NOD1 и TLR4 отменяли проопухолевое действие макрофагов, тогда как стимуляция макрофагов сочетанием агонистов приводила к многократному снижению численности клеток К562 по сравнению с контролем. В отсутствие макрофагов агонисты NOD1 и TLR4 не влияли на численность клеток К562. Противоопухолевое действие макрофагов, активированных сочетанием агонистов NOD1 и TLR4, частично отменялось антителами к ФНО и при разделении макрофагов и клеток К562 полупроницаемой мембраной. Показано, что одним из компонентов противоопухолевой активности макрофагов, активированных сочетанием агонистов NOD1 и TLR4, является антипролиферативный эффект.

Обсуждение содержит анализ возможных механизмов противоопухолевого действия макрофагов, активированных сочетанием агонистов NOD1 и TLR4.

Заключение. Показана возможность переключения активности макрофагов человека с проопухолевой на противоопухолевую при действии сочетания агонистов NOD1 и TLR4 in vitro. Для реализации противоопухолевого ответа макрофагов против клеток К562 необходимы секреция ФНО и прямое межклеточное взаимодействие между К562 и макрофагами. Полученные результаты позволяют рассматривать сочетание агонистов NOD1 и TLR4 в качестве потенциального противоопухолевого препарата.

Ключевые слова:макрофаги; противоопухолевый иммунитет; клетки К562; паттерн-распознающие рецепторы; NOD1; TLR4; фактор некроза опухолей

Введение

Опухоль-ассоциированные макрофаги играют одну из ключевых ролей в регуляции роста злокачественной опухоли. Макрофаги - довольно пластичная клеточная популяция: в зависимости от микроокружения они способны дифференцироваться либо в М2-макрофаги, которые участвуют в поддержании опухолевого роста и содействуют метастатической диссеминации, либо в противоопухолевые М1-макрофаги [1, 2]. М1-макрофаги секретируют провоспалительные цитокины, такие как фактор некроза опухоли (ФНО, ранее известен как ФНОα), интерлейкины ИЛ-1β, ИЛ-6, ИЛ-12 и ИЛ-23, метаболизируют аргинин до оксида азота (NO) путем активации индуцируемой NO-синтазы (iNOS) [3]. Ключевым фактором противоопухолевого действия M1-макрофагов является ФНО, который оказывает непосредственное повреждающее действие на клетки опухоли [4] и совместно с ИЛ-12 участвует в активации цитотоксических противоопухолевых Т-клеток [5]. ФНО также может служить аутокринным регулятором активации макрофагов [6]. Макрофаги могут непосредственно уничтожать опухолевые клетки при помощи NO, активных форм кислорода или путем фагоцитоза [7, 8].

Показано, что для реализации механизмов противоопухолевой активности необходима инфильтрация опухоли макрофагами с М1-подобным фенотипом, которые обладают способностью убивать опухолевые клетки. Изменение поляризации макрофагов в сторону М1 возможно при активации паттерн-распознающих рецепторов, которые координируют элиминацию патогенов и инфицированных клеток [9, 10]. Так, некоторые агонисты Толл-подобных рецепторов (резиквимод, имиквимод) используются для местного лечения рака кожи [11, 12].

В агрессивной модели метастатического рака молочной железы мыши 4T1 применение кислого пептидогликана растительного происхождения как агониста TLR4 приводит к успешному излечению от опухоли 30 % мышей [13]. В работе C.B. Rodell и соавт. в модели на мышах показано, что наночастицы, нагруженные R848, агонистом TLR7/8, накапливаются в опухоли, поляризуют макрофаги в М1-тип и подавляют рост опухоли толстой кишки [14]. R848, конъюгированный с антителами, нацеленными на опухоль, вызывает сильную локальную активацию макрофагов и дендритных клеток, приводя к уничтожению опухоли и формированию иммунологической памяти в моделях опухоли молочной железы [15]. БЦЖ активирует макрофаги через Толл-подобные рецепторы 2/4 (TLR2/4) и стимулирует перитонеальные макрофаги мышей к М1-поляризации, что приводит к киллингу клеток опухоли MCA207 [16, 17].

Цитозольные паттерн-распознающие рецепторы NOD1 и NOD2 также представляют собой интересные мишени с точки зрения усиления иммунного ответа против раковых клеток, таккак активация NOD1 и NOD2 способствует поляризации макрофагов в сторону фенотипа M1. Так, у мышей с нокаутом гена Nod1 при заражении Нelicobacter pylori нарушена поляризация макрофагов в фенотип М1, что способствует повышенному риску развития рака желудка [18]. Синтетический агонист NOD2 мифамуртид, также известный как липосомальный мурамилтрипептид-фосфатидилэтаноламин, применяемый при лечении неметастазирующей остеосаркомы, индуцирует поляризацию макрофагов до промежуточного фенотипа M1/M2 [19, 20]. Таким образом, усиление противоопухолевой активности макрофагов с помощью агонистов паттерн-распознающих рецепторов является перспективным направлением в противоопухолевой иммунотерапии.

При одновременной стимуляции двух и более типов паттерн-распознающих рецепторов происходит синергическое усиление некоторых видов ответа клеток врожденной иммунной системы [21]. Совместная активация макрофагов агонистами TLR3 и TLR4 приводит к кратному усилению экспрессии генов, кодирующих противоопухолевые эффекторные белки, в частности iNOS и ИФН-β, а также к значительному усилению противоопухолевого цитотоксического действия макрофагов [22].

Ранее нами и другими авторами было установлено, что при сочетанной стимуляции рецепторов NOD1 и TLR4 в макрофагах, моноцитах и дендритных клетках наблюдается синергическое усиление экспрессии и продукции провоспалительных цитокинов [21, 23, 24]. В настоящей работе впервые проведено исследование противоопухолевой активности макрофагов человека, активированных агонистами паттерн-распознающих рецепторов NOD1 и TLR4 раздельно и в сочетании. В качестве агониста NOD1 использовали N-ацетилмурамил-L-аланил-γ-D-глутамил-мезо-диаминопимелиновую кислоту (М-триДАП), в качестве агониста TLR4 - липополисахарид (ЛПС).

Материал и методы

Реактивы. Синтетический М-триДАП и ультрачистый ЛПС, полученный из E. coli O111:B4, были закуплены у фирмы InvivoGen (США), рекомбинантный человеческий гранулоцитарно-макрофагальный колониестимулирующий фактор (ГМ-КСФ) и ФНО - у Miltenyi Biotec (ФРГ), апоцинин - у Abcam (Великобритания), козьи поликлональные нейтрализующие антитела против человеческого ФНО и нормальный козий IgG - у R&D Systems (США), овечьи поликлональные нейтрализующие антитела против ИФН-β - у Life Technologies (Великобритания), 5,6-карбоксифлюоресцеиндиацетат-сукцинимидиловый эфир (CFSE) - у Molecular Probes (США), пропидий-йодид (PI) и полимиксин B - у фирмы Sigmа (США). Полная культуральная среда (ПКС) представляла собой RPMI-1640 (Life Technologies) с добавлением 2 мМ L-глутамина (Life Technologies) и 10 % фетальной телячьей сыворотки (Thermo Fisher, США).

Ведение и мечение клеток К562. В качестве мишени для макрофагов использовали клетки эритромиелоидной HLA-I-негативной линии К562. Клетки К562 вели на ПКС, пассировали каждые 2-3 сут. Для опыта использовали клетки на 2-е сутки после пересева. Для мечения клетки-мишени К562 отмывали в PBS, ресуспендировали в том же буфере в концентрации 10 млн/мл и инкубировали 30 мин при 37 °С с 1,2 мкМ CFSE. Мечение останавливали добавлением избытка PBS с 10 % фетальной телячьей сыворотки. Меченые клетки отмывали, ресуспендировали в ПКС и подсчитывали.

Культивирование макрофагов. Каждый эксперимент повторяли на культурах макрофагов, полученных не менее чем от 3 различных доноров. Венозную кровь получали от здоровых доноров обоего пола в возрасте 20-60 лет. Мононуклеарные клетки (МНК) выделяли на градиенте плотности фиколла, отмывали и подсчитывали. Далее МНК ресуспендировали в среде RPMI с добавлением 1 % пуловой человеческой сыворотки IV группы в концентрации 10 млн/мл. Вносили 5 мл суспензии МНК в чашки Петри диаметром 60 мм (SPL Life Sciences, Республика Корея) и инкубировали в течение 1 ч в CO₂-инкубаторе с поддержанием температуры 37 °С и концентрации СО₂ 5 % (Jouan, Франция). После этого неприлипшие клетки удаляли путем двукратной промывки теплой RPMI-1640, а прилипшие клетки (моноциты) культивировали в ПКС с добавлением 40 нг/мл ГМ-КСФ в течение 6 сут. На 3-и сутки культуральную среду полностью меняли на свежую ПКС с добавлением ГМ-КСФ в той же концентрации. Через 6 сут дифференцированные макрофаги отделяли от пластика трипсинизированием, отмывали и подсчитывали.

Оценка противоопухолевых свойств макрофагов. Макрофаги помещали в 24-луночные планшеты (SPL Life Sciences, Республика Корея) в количестве 2 - 10⁵ клеток (если не указано иное) в 400 мкл ПКС на лунку. Планшеты оставляли на 24 ч в CO₂-инкубаторе для прикрепления макрофагов к пластику. Через 24 ч меняли ПКС на свежую. Далее к макрофагам добавляли М-триДАП (конечная концентрация - 10 мкг/мл), либо ЛПС (конечная концентрация - 10 нг/мл), либо сочетание М-триДАП и ЛПС в тех же концентрациях, либо рекомбинантный ФНО (конечная концентрация - 100 нг/мл), либо равный объем ПКС. Сразу после этого в лунки вносили клетки К562, меченные CFSE, в количестве 4 - 10³ на лунку (соотношение эффектор/мишень - 50 : 1, если не указано иное). Суммарный объем среды в лунках составлял 400 мкл. Контролем служили культуры К562 без макрофагов. Нейтрализующие антитела к ФНО и контрольный козий IgG (конечные концентрации - 7,5 мкг/мл), нейтрализующие антитела к ИФН-β (конечная концентрация - 1,36 - 10³ НЕ/мл) и апоцинин (конечная концентрация - 100 мкМ) вносили за 15 мин до внесения агонистов и клеток К562.

Планшеты инкубировали в течение 24 или 72 ч в CO₂-инкубаторе, после чего оценивали количество живых клеток К562 методом проточной цитометрии. Неприлипшие и слабо прилипшие клетки К562 взбалтывали в имеющемся объеме супернатанта, который полностью переносили в цитометрические пробирки с добавлением PI до конечной концентрации 1 мкг/мл. Оставшиеся прилипшие клетки трипсинизировали, собирали, доводили объем до 400 мкл с помощью ПКС, переносили в цитометрические пробирки и добавляли PI (1 мкг/мл). Все пробы записывали на проточном цитометре FACSCalibur (BD Biosciences, США) в течение 120 с, что соответствует 30 % объема пробы. Постоянство скорости потока контролировали с помощью частиц Flow-Check^TM (Beckman Coulter, США). Живые клетки К562 определяли как CFSE⁺PI^--события. Пробы с неприлипшими и прилипшими клетками из каждой лунки записывали раздельно, число живых К562 в обеих пробах суммировали. Результаты выражали в процентах по отношению к численности живых клеток К562 в культурах без макрофагов в том же эксперименте.

Эффект сочетания агонистов NOD1 и TLR4 оценивали по индексу синергизма (ИС), который рассчитывали по формуле: ИС = (A - D)/[(B - D) + (C - D)], где A - количество живых клеток К562 в культурах с М-триДАП+ЛПС, B - с М-триДАП, C - с ЛПС, D - без агонистов.

Опыты с переносом супернатантов. Для получения супернатантов макрофаги (2 - 10⁵ клеток в 400 мкл ПКС) культивировали в 24-луночных планшетах в течение 72 ч без агонистов или с М-триДАП+ЛПС. Супернатанты полностью собирали и центрифугировали 10 мин при 16 000 об/мин для осаждения клеточных фрагментов, надосадок аккуратно отбирали в стерильные пробирки. Для нейтрализации остаточного ЛПС супернатанты инкубировали с 50 мкг/мл антагониста ЛПС - полимиксина B, для нейтрализации ФНО - с 7,5 мкг/мл нейтрализующих антител к ФНО (все в течение 30 мин при 37 °C). Далее из отдельно подготовленных лунок с неактивированными аутологичными макрофагами (2 - 10⁵) полностью отбирали культуральную среду и заменяли ее на равный объем супернатантов, после чего вносили CFSE-меченные клетки К562 (4 - 10³).

Содержание живых клеток К562 оценивали через 72 ч, как описано выше. Прямое действие супернатантов на клетки К562 оценивали аналогичным образом, но супернатанты переносили в свежие лунки без макрофагов.

Опыты с разобщением макрофагов и клеток К562. Использовали 24-луночные трансвелл-планшеты с полупроницаемыми мембранами (диаметр пор - 8 мкм, Corning, США). Макрофаги (2 - 10⁵) и агонисты NOD1 и TLR4 помещали в нижние камеры планшетов, клетки К562 (4 - 10³) - в верхние. Через 72 ч собирали клетки из верхних камер, анализировали содержание живых К562 с помощью проточного цитометра, как описано выше.

Иммуноферментный анализ. Макрофаги культивировали с М-триДАП, ЛПС, М-триДАП+ЛПС или без агонистов в течение 24, 48 и 72 ч. Уровни ФНО в культуральных супернатантах определяли методом сэндвич-ИФА с использованием набора реагентов TNF alpha Human ELISA Kit (Thermo Scientific, США)

Статистическая обработка данных. Все значения p получены с помощью парного t-теста. Различия считали достоверными при p < 0,05. Для статистической обработки использовали программу GraphPad Prism 6 (GraphPad Software, США).

Результаты

Противоопухолевая активность макрофагов, стимулированных агонистами NOD1, TLR4 и их сочетанием

Опухолевые клетки К562 культивировали без макрофагов (контроль), а также с макрофагами в отсутствие агонистов и с М-триДАП и ЛПС по отдельности и в сочетании. Через 24 ч после начала эксперимента достоверных различий численности клеток К562 в различных условиях культивирования не было выявлено (рис. 1А). Через 72 ч после начала опыта отмечалось достоверное увеличение численности опухолевых клеток в культурах с макрофагами без агонистов по сравнению с контролем, что говорит об усиливающем действии наивных макрофагов на рост опухолевых клеток (рис. 1Б). При культивировании К562 с макрофагами в присутствии отдельно взятых агонистов NOD1 или TLR4 численность опухолевых клеток снижалась примерно до уровня контроля. Если же агонисты NOD1 и TLR4 добавляли в культуры одновременно, то численность опухолевых клеток снижалась в среднем в 3 раза по сравнению с контролем (рис. 1Б). Судя по индексу синергизма, эффект сочетания агонистов был близок к аддитивному (рис. 1В). Противоопухолевый эффект макрофагов, активированных сочетанием М-триДАП+ЛПС, наблюдался как при соотношении макрофаги/К562 50 : 1 (рис. 1А, Б), так и при более низких соотношениях (рис. 1Г). В отсутствие макрофагов М-триДАП и ЛПС раздельно и в сочетании не влияли на численность клеток К562 (рис. 1Д). Таким образом, сочетание агонистов NOD1 и TLR4 переключает активность макрофагов человека с проопухолевой на противоопухолевую.

Роль ФНО в противоопухолевой активности макрофагов

Чтобы уточнить механизмы противоопухолевого действия макрофагов, активированных сочетанием М-триДАП + ЛПС, в культуры добавляли нейтрализующие антитела к ФНО, к ИФН-β или нормальный козий IgG в качестве отрицательного контроля. Антитела к ФНО частично ингибировали противоопухолевое действие макрофагов, тогда как антитела к ИФН-β достоверного эффекта не оказали (рис. 2А). Иммуноферментный анализ (ИФА) показал, что в супернатантах макрофагов, активированных сочетанием М-триДАП + ЛПС, присутствуют высокие концентрации ФНО (рис. 2Б). Рекомбинантный ФНО при добавлении в совместные культуры макрофагов и клеток К562 вызывал достоверное снижение численности клеток К562, хотя и менее выраженное, чем при использовании сочетания М-триДАП + ЛПС (рис. 2В). В отсутствие макрофагов рекомбинантный ФНО лишь незначительно снижал численность клеток К562 по сравнению с контролем (в 6 экспериментах из 7, рис. 2В). Таким образом, ФНО, секретируемый макрофагами при активации М-триДАП + ЛПС, действует как непосредственно на клетки К562, так и - преимущественно - через аутокринное/паракринное усиление противоопухолевой активности самих макрофагов.

Роль других растворимых и мембраноассоциированных факторов в противоопухолевой активности макрофагов

Поскольку нейтрализующие антитела к ФНО далеко не полностью ингибировали противоопухолевую активность макрофагов, активированных сочетанием М-триДАП + ЛПС (см. рис. 2А), было очевидно, что эти макрофаги вырабатывают и другие противоопухолевые факторы, которые могут быть как растворимыми, так и ассоциированными с клеточными мембранами. Отметим, что ингибирование НАДФH-оксидазы - фермента, участвующего в образовании активных форм кислорода, с помощью апоцинина не оказало влияния на противоопухолевый эффект макрофагов, активированных сочетанием М-триДАП + ЛПС (данные не представлены).

Чтобы уточнить роль растворимых факторов, макрофаги культивировали в течение 72 ч с М-триДАП + ЛПС, собирали супернатанты и переносили их в культуры аутологичных нестимулированных макрофагов, куда также добавляли клетки К562. Поскольку супернатанты активированных макрофагов могли содержать остаточные количества ЛПС, перед добавлением к нестимулированным макрофагам их инкубировали с антагонистом ЛПС - полимиксином B. Перенос супернатантов макрофагов, активированных М-триДАП + ЛПС, к нестимулированным макрофагам приводил к выраженному усилению противоопухолевой активности последних, причем этот эффект частично отменялся антителами к ФНО (рис. 3А).

Супернатанты макрофагов, активированных М-триДАП + ЛПС, обладали противоопухолевым действием и в отсутствие макрофагов (рис. 3Б). Однако эффект супернатантов в этом случае был гораздо слабее, чем в присутствии макрофагов, и полностью нейтрализовался антителами к ФНО (рис. 3Б). Эти результаты позволяют заключить, что растворимые противоопухолевые медиаторы, высвобождаемые макрофагами под действием сочетания М-триДАП + ЛПС, реализуют свою активность как путем прямого воздействия на опухолевые клетки, так и через ауто-/паракринное усиление противоопухолевой активности самих макрофагов.

Чтобы установить роль мембраноассоциированных молекул в механизмах противоопухолевого действия макрофагов, клетки К562 и макрофаги разделяли полупроницаемой мембраной, помещая их, соответственно, в верхние и нижние камеры трансвелл-планшетов. В этом случае противоопухолевый эффект активированных макрофагов сохранялся, но был существенно слабее, чем при прямом сокультивировании (рис. 3В). Таким образом, прямые межклеточные контакты между К562 и активированными макрофагами необходимы для полного проявления противоопухолевого действия последних.

Макрофаги, активированные сочетанием агонистов NOD1 + TLR4, замедляют пролиферацию клеток К562

Доля погибших (PI⁺) клеток К562 в течение всего периода сокультивирования с макрофагами была невелика (< 5 % от всех клеток К562), что могло объясняться как быстрым поглощением погибших опухолевых клеток макрофагами, так и замедлением пролиферации опухолевых клеток без увеличения их гибели.

Мы обратили внимание, что интенсивность свечения CFSE-метки на клетках К562, сокультивированных с макрофагами в присутствии М-триДАП + ЛПС, существенно выше, чем в контрольных культурах (рис. 4). Метка CFSE невозобновляема и ее количество в клетке с каждым клеточным делением уменьшается в 2 раза. Повышение свечения метки указывает на замедление пролиферации клеток К562 в присутствии макрофагов, активированных агонистами NOD1 + TLR4.

Обсуждение

Опухоль-ассоциированные макрофаги - один из главных клеточных компонентов злокачественной опухоли, формирующих так называемое опухолевое микроокружение. Взаимодействие макрофагов и опухолевых клеток является двунаправленным и, как правило, способствует опухолевой прогрессии.

Тем не менее и в экспериментальных работах, и в клинических испытаниях показано, что инфекционные агенты и агонисты паттерн-распознающих рецепторов могут переключать активность макрофагов с проопухолевой на противоопухолевую, тем самым способствуя регрессу злокачественной опухоли [14-17]. Например, мифамуртид - синтетический агонист рецептора NOD2 - одобрен к клиническому применению при неметастазирующей остеосаркоме, агонисты TLR7 - при некоторых формах рака кожи, агонист TLR9 обладает достоверной клинической эффективностью при меланоме и немелкоклеточном раке легкого [14, 25].

Ранее нами и другими исследователями было показано, что агонисты рецепторов NOD1 и TLR4 обладают синергическим действием на ряд параметров активации макрофагов, моноцитов и дендритных клеток. Так, продукция провоспалительных цитокинов, в частности ФНО, при стимуляции клеток сочетанием агонистов NOD1 + TLR4 в несколько раз выше, чем сумма эффектов отдельно взятых агонистов [24, 26]. Основная физиологическая роль этих рецепторов состоит в активации защиты против грам-отрицательных бактерий [27, 28]. В данной работе впервые продемонстрирована противоопухолевая активность макрофагов, активированных сочетанием агонистов NOD1 и TLR4. Если отдельно взятые агонисты лишь отменяют проопухолевое действие макрофагов, то сочетанная стимуляция рецепторов приводит к появлению выраженной противоопухолевой активности (рис. 1Б). Интересно, что эта активность макрофагов частично реализуется через продукцию ФНО, который действует на клетки-продуценты ауто- или паракринно. Помимо ФНО, в реализации противоопухолевых эффектов макрофагов, активированных сочетанием агонистов NOD1 + TLR4, участвуют и другие растворимые и мембраноассоциированные молекулы. Их природа в данной работе не была установлена, но является предметом будущих исследований. Также наши результаты показали, что одним из компонентов противоопухолевой активности макрофагов является антипролиферативный эффект.

В целом, наша работа продемонстрировала, что сочетание агонистов NOD1 и TLR4 является эффективным активатором противоопухолевой активности человеческих макрофагов in vitro. Эти результаты позволяют рассматривать данное сочетание в качестве потенциального противоопухолевого препарата.

Выводы

1. Показана возможность переключения активности макрофагов человека с проопухолевой на противоопухолевую при действии сочетания агонистов NOD1 и TLR4 in vitro.

2. Для реализации противоопухолевого ответа макрофагов против клеток К562 необходимы секреция ФНО и прямое межклеточное взаимодействие между К562 и макрофагами.

Литература

1. Sica A., Mantovani A. Macrophage plasticity and polarization: in vivo veritas. J. Clin. Invest. 2012; 122 (3): 787-95. DOI: https://www.doi.org/10.1172/JCI59643

2. Gordon S., Martinez F.O. Alternative activation of macrophages: mechanism and functions. Immunity. 2010; 32 (5): 593-604. DOI: https://www.doi.org/10.1016/j.immuni.2010.05.007

3. Wynn T.A., Chawla A., Pollard J.W. Macrophage biology in development, homeostasis and disease. Nature. 2013; 496 (7446): 445-55. DOI: https://www.doi.org/10.1038/nature12034

4. Zhang L., Zhu H., Lun Y., Yan D., Yu L., Du B., Zhu X. Proteomic analysis of macrophages: a potential way to identify novel proteins associated with activation of macrophages for tumor cell killing. Cell. Mol. Immunol. 2007; 4 (5): 359-67. PMID: 17976316

5. Pozzi L.-A.M., Maciaszek J.W., Rock K.L. Both dendritic cells and macrophages can stimulate naive CD8 T cells in vivo to proliferate, develop effector function, and differentiate into memory cells. J. Immunol. 2005; 175 (4): 2071-81. DOI: https://www.doi.org/10.4049/jimmunol.175.4.2071

6. Wynn T.A., Freund Y.R., Paulnock D.M. TNF-alpha differentially regulates Ia antigen expression and macrophage tumoricidal activity in two murine macrophage cell lines. Cell. Immunol. 1992; 140 (1): 184-96. DOI: https://www.doi.org/10.1016/0008-8749(92)90186-s

7. Sun L., Kees T., Almeida A.S., Liu B., He X.Y., Ng D., Han X., Spector D.L., McNeish I.A., Gimotty P., Adams S., Egeblad M. Activating a collaborative innate-adaptive immune response to control metastasis. Cancer Cell. 2021; 39 (10): 1361-74.e9. DOI: https://www.doi.org/10.1016/j.ccell.2021.08.005

8. Singh M., Khong H., Dai Z., Huang X.-F., Wargo J.A., Cooper Z.A., Vasilakos J.P., Hwu P., Overwijk W.W. Effective innate and adaptive antimelanoma immunity through localized TLR7/8 activation. J. Immunol. 2014; 193 (9): 4722-31. DOI: https://www.doi.org/10.4049/jimmunol.1401160

9. Hedl M., Yan J., Witt H., Abraham C. IRF5 is required for bacterial clearance in human m1-polarized macrophages, and IRF5 immune-mediated disease risk variants modulate this outcome. J. Immunol. 2019; 202 (3): 920-30. DOI: https://www.doi.org/10.4049/jimmunol.1800226

10. Nikonova A.A., Pichugin A.V., Chulkina M.M., Lebedeva E.S., Gaisina A.R., Shilovskiy I.P., Ataullakhanov R.I., Khaitov M.R., Khaitov R.M. The TLR4 agonist immunomax affects the phenotype of mouse lung macrophages during respiratory syncytial virus infection. Acta Naturae. 2018; 10 (4): 95. PMID: 30713767

11. Chi H., Li C., Zhao F.S., Zhang L., Ng T.B., Jin G., Sha O. Anti-tumor activity of toll-Like receptor 7 agonists. Front. Pharmacol. 2017. DOI: https://www.doi.org/10.3389/FPHAR.2017.00304

12. Adams S. Toll-like receptor agonists in cancer therapy. Immunotherapy. 2009; 1 (6): 949-64. DOI: https://www.doi.org/10.2217/imt.

09.70

13. Ghochikyan A., Pichugin A., Bagaev A., Davtyan A., Hovakimyan A., Tukhvatulin A., Davtyan H., Shcheblyakov D., Logunov D., Chulkina M., Savilova A., Trofimov D., Nelson E.L., Agadjanyan M., Ataullakhanov R.I. Targeting TLR-4 with a novel pharmaceutical grade plant derived agonist, Immunomax^®, as a therapeutic strategy for metastatic breast cancer. J. Transl. Med. 2014. DOI: https://www.doi.org/10.1186/S12967-014-0322-Y

14. Rodell C.B., Arlauckas S.P., Cuccarese M.F., Garris C.S., Li R., Ahmed M.S., Kohler R.H., Pittet M.J., Weissleder R. TLR7/8-agonist-loaded nanoparticles promote the polarization of tumour-associated macrophages to enhance cancer immunotherapy. Nat. Biomed. Eng. 2018; 2 (8): 578-88. DOI: https://www.doi.org/10.1038/s41551-018-0236-8

15. Ackerman S.E., Pearson C.I., Gregorio J.D., Gonzalez J.C., Kenkel J.A., Hartmann F.J. et al. Immune-stimulating antibody conjugates elicit robust myeloid activation and durable antitumor immunity. Nat. Сancer. 2021; 2 (1): 18-33. DOI: https://www.doi.org/10.1038/s43018-020-00136-x

16. Zhu P., Hou Y., Tang M., Jin Z., Yu Y., Li D., Yan D., Dong Z. The role of HIF-1α in BCG-stimulated macrophages polarization and their tumoricidal effects in vitro. Med. Microbiol. Immunol. 2021; 210 (2-3): 149-56. DOI: https://www.doi.org/10.1007/s00430-021-00708-3

17. Kumar P., Tyagi R., Das G., Bhaskar S. Mycobacterium indicus pranii and Mycobacterium bovis BCG lead to differential macrophage activation in Toll-like receptor-dependent manner. Immunology. 2014; 143 (2): 258-68. DOI: https://www.doi.org/10.1111/imm.12306

18. Suarez G., Romero-Gallo J., Piazuelo M.B., Sierra J.C., Delgado A.G., Kay Washington M., Shah S.C., Wilson K.T., Peek Jr R.M. Nod1 imprints inflammatory and carcinogenic responses toward the gastric pathogen Helicobacter pylori. Cancer Res. 2019; 79 (7): 1600-11. DOI: https://www.doi.org/10.1158/0008-5472.CAN-18-2651

19. Punzo F., Bellini G., Tortora C., Di Pinto D., Argenziano M., Pota E., Di Paola A., Di Martino M., Rossi F. Mifamurtide and TAM-like macrophages: effect on proliferation, migration and differentiation of osteosarcoma cells. Oncotarget. 2020; 11 (7): 687-98. DOI: https://www.doi.org/10.18632/oncotarget.27479

20. Ando K., Mori K., Corradini N., Redini F., Heymann D. Mifamurtide for the treatment of nonmetastatic osteosarcoma. Expert Opin. Pharmacother. 2011; 12 (2): 285-92. DOI: https://www.doi.org/10.1517/14656566.2011.543129

21. Budikhina A.S., Murugina N.E., Maximchik P. V., Dagil Y.A., Nikolaeva A.M., Balyasova L.S., Murugin V.V., Selezneva E.M., Pashchenkova Y.G., Chkadua G.Z., Pinegin B.V., Pashenkov M.V. Interplay between NOD1 and TLR4 receptors in macrophages: nonsynergistic activation of signaling pathways results in synergistic induction of proinflammatory gene expression. J. Immunol. 2021; 206 (9): 2206-20. DOI: https://www.doi.org/10.4049/jimmunol.2000692

22. Багаев А.В., Рыбинец А.С., Федорова А.А., Ушакова Е.И., Лебедева Е.С., Пичугин А.В., Атауллаханов Р.И. Синергизм агонистов TLR3 и TLR4 при перепрограммировании макрофагов в противоопухолевое состояние. Иммунология. 2021

; 42 (6): 615-30. DOI: https://www.doi.org/10.33029/0206-4952-2021-42-6-615-630 -

23. Van Heel D.A., Ghosh S., Hunt K.A., Mathew C.G., Forbes A., Jewell D.P., Playford R.J. Synergy between TLR9 and NOD2 innate immune responses is lost in genetic Crohn’s disease. Gut. 2005. DOI: https://www.doi.org/10.1136/gut.2005.065888

24. Fritz J.H., Girardin S.E., Fitting C., Werts C., Mengin-Lecreulx D., Caroff M. et al. Synergistic stimulation of human monocytes and dendritic cells by Toll-like receptor 4 and NOD1- and NOD2-activating agonists. Eur. J. Immunol. 2005; 35 (8): 2459-70. DOI: https://www.doi.org/10.1002/eji.200526286

25. Murad Y.M., Clay T.M., Lyerly H.K., Morse M.A. CPG-7909 (PF-3512676, ProMune): toll-like receptor-9 agonist in cancer therapy. Expert Opin. Biol. Ther. 2007; 7 (8): 1257-66. DOI: https://www.doi.org/10.1517/14712598.7.8.1257

26. van Heel D.A., Ghosh S., Butler M., Hunt K., Foxwell B.M.J., Mengin-Lecreulx D., Playford R.J. Synergistic enhancement of Toll-like receptor responses by NOD1 activation. Eur. J. Immunol. 2005; 35 (8): 2471-6. DOI: https://www.doi.org/10.1002/eji.200526296

27. Girardin S.E., Boneca I.G., Carneiro L.A.M., Antignac A., Jéhanno M., Viala J., Tedin K., Taha M.-K., Labigne A., Zähringer U., Coyle A.J., DiStefano P.S., Bertin J., Sansonetti P.J., Philpott D.J. Nod1 detects a unique muropeptide from gram-negative bacterial peptidoglycan. Science. 2003; 300 (5625): 1584-7. DOI: https://www.doi.org/10.1126/science.1084677

28. Barton G.M., Medzhitov R. Toll-like receptors and their ligands. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2002. DOI: https://www.doi.org/10.1007/978-3-642-59430-4_5

Материалы данного сайта распространяются на условиях лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License («Атрибуция - Всемирная»)