Липидный метаболизм при экспериментальном аутоиммунном атеросклерозе

Резюме

Введение. Парадигмой современных представлений о патогенезе атеросклероза является причинно-следственная связь между дислипидемией и формированием атеросклеротической бляшки. В исследованиях последних десятилетий получены убедительные данные о вовлеченности аутоиммунных реакций к липопротеинам в патогенез атеросклероза. Однако связь между аутоиммунной реакцией к липопротеинам, липидным обменом и атеросклеротическими поражениями аорты остается не ясной.

Цель данного исследования - изучение липидного обмена у крыс и кроликов с атеросклерозоподобными изменениями аорты, вызванными иммунизацией нативными человеческими липопротеинами высокой плотности (нчЛПВП).

Материал и методы. Мы сравнили липидный профиль плазмы крови и мононуклеарных клеток периферической крови у крыс и кроликов, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, получивших инъекцию неполного адъюванта Фрейнда (НАФ), и интактных крыс и кроликов, а также продукцию провоспалительных и проатерогенных цитокинов ФНОα и PDGF-BB клетками периаортальной жировой ткани кроликов.

Результаты. Обнаруженные изменения липидного профиля плазмы крови и мононуклеарных клеток у животных, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, и у животных, получивших НАФ, были сходными, тогда как атеросклерозоподобные изменения в стенке аорты наблюдались только у животных, иммунизированных нчЛПВП/НАФ. Следовательно, изменения липидного обмена у кроликов и крыс, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, были индуцированы НАФ, и эти изменения не были ассоциированы с атеросклеротическими поражениями аорты. Продукция ФНОα и PDGF-BB клетками периаортальной жировой ткани кроликов, иммунизированных нчЛПВП/НАФ и у которых развился атеросклероз, и интактных кроликов не отличалась.

Заключение. Мы не нашли доказательств, что для развития атеросклеротических повреждений аорты, вызванных иммунной реакцией к ЛПВП, необходимы изменения в липидном обмене.

Ключевые слова:экспериментальная модель атеросклероза; антитела к ЛПВП; метаболизм липидов; неполный адъювант Фрейнда

Для цитирования: Меньшиков И.В., Зерджави А.К.А., Бедулева Л.В., Фомина К.В., Терентьев А.С., Абишева Н.Н., Черепанов И.С. Липидный метаболизм при экспериментальном аутоиммунном атеросклерозе. Иммунология. 2022; 43 (5): 593-605. DOI: https://doi.org/10.33029/0206-4952-2022-43-5-593-605

Финансирование. Работа выполнена при поддержке Министерства науки и высшего образования Российской Федерации (проект № 0827-2020-0012).

Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Вклад авторов. Концепция и написание текста (редактирование) - Меньшиков И.В.; проведение исследований, написание текста - Зерджави А.К.А.; методология, написание текста - Бедулева Л.В.; проведение исследований, написание текста - Фомина К.В.; проведение исследований - Терентьев А.С., Абишева Н.Н., Черепанов И.С.

Введение

Парадигмой современных представлений об этиологии и патогенезе атеросклероза является причинно-следственная связь между дислипидемией и формированием атеросклеротической бляшки, поэтому современное медикаментозное лечение сердечно-сосудистых заболеваний включает статины, снижающие уровень холестерина липопротеинов низкой плотности (ЛПНП). Однако статины вместе с хирургическими методами лечения за последние 10-15 лет позволили снизить риск сердечно-сосудистых заболеваний только на 30 % [1]. Дополнительные методы лечения дислипидемии, в частности нацеленные на повышение уровня плазменных липопротеинов высокой плотности (ЛПВП), которые считаются антиатерогенными, при клинических испытаниях потерпели неудачу [1, 2].

В исследованиях последних десятилетий были получены убедительные данные о вовлеченности аутоиммунных реакций в патогенез атеросклероза [3, 4]. Стартом этих исследований послужило обнаружение антител к окисленным ЛПНП, однако данные об их связи с развитием атеросклероза оказались противоречивыми [5]. Дальнейшие исследования показали, что в патогенез атеросклероза вовлечены аутоантитела и Т-лимфоциты, реактивные к различным аутоантигенам, связанным с обменом липопротеинов, в том числе к нативным антигенам: нативным ЛПНП, аполипопротеину B-100, фосфорилхолину [6-9].

Предполагалось, что аутоантитела к липопротеинам могут выполнять не только атерогенную роль, но и протективную [10]. Это предположение послужило основой масштабных исследований, направленных на разработку вакцины для профилактики и лечения атеросклероза [1, 11]. По результатам этих исследований было сделано заключение: сердечно-сосудистые заболевания являются аутоиммуноподобными в контексте метаболического заболевания [12].

Данные об атерогенных свойствах аутоантител к липопротеинам подняли вопрос о механизме их индукции. Предполагалось, что дислипидемия, в том числе искусственно вызванная (у кроликов, чувствительных к холестериновой диете, и у мышей с нокаутом генов аполипопротеина E и/или рецептора ЛПНП) может приводить к нарушению естественной толерантности как к липопротеинам, так и к их рецепторам [13]. Однако, как было отмечено в ряде недавних обзоров, вопрос о связи между липидным обменом и аутоиммунными реакциями остается открытым [14].

Ранее, предположив, что аутоиммунная реакция к липопротеинам может являться причиной развития атеросклероза, а дислипидемия - ее следствием и ключевым фактором формирования атеросклеротической бляшки, мы индуцировали развитие аутоиммунной реакции у крыс иммунизацией нативными человеческими (нч) ЛПВП и ЛПНП [15, 16] и у кроликов посредством иммунизации нчЛПВП [17]. Мы использовали подход, который давно применяется для экспериментального моделирования аутоиммунных заболеваний человека: иммунизацию нативным гетерологичным антигеном.

В качестве примера можно привести хорошо известные модели аутоиммунных заболеваний человека, такие как коллаген-индуцированный артрит у крыс и мышей, вызванный иммунизацией нативным бычьим коллагеном II типа, и аутоиммунный энцефаломиелит крыс, вызванный введением основного белка миелина морской свинки [18-21]. При этом мы использовали нормохолестериновых крыс и кроликов, которых содержали на обычной диете.

У крыс, иммунизированных нчЛПНП или нчЛПВП, увеличивался объем висцерального жира, в том числе перикардиальный, изменялась морфология стенки аорты, отмечались ее инфильтрация лейкоцитами, нарушение интимы и деструкция медии [16].

У кроликов иммунизация нчЛПВП вызывала адипо- и хондроцитарную метаплазию стенки аорты, отложение в ней протеогликанов, лейкоцитарную инфильтрацию [17].

Модели атеросклероза у кроликов и крыс, вызванного иммунизацией нативными липопротеинами, подтверждают ключевую роль аутоиммунных реакций к нативным липопротеинам в патогенезе атеросклероза. Однако вопрос о связи между аутоиммунной реакцией к липопротеинам, липидным обменом и атеросклеротическими поражениями аорты остается открытым.

Чтобы выяснить, как аутоиммунная реакция к липопротеинам, вызывающая атеросклеротические изменения аорты, влияет на липидный обмен и как эти изменения могут быть связаны с повреждениями сосудов, у кроликов и крыс, у которых развился атеросклероз в ответ на иммунизацию ЛПВП, исследовали липидный состав плазмы и мононуклеарных клеток периферической крови, а также продукцию провоспалительных и проатерогенных цитокинов клетками периаортальной жировой ткани.

Материал и методы

Животные. Самцы кроликов породы "белый великан" были получены из Удмуртского ветеринарно-диагностического центра (Россия), самцы крыс Wistar - из питомника "Рапполово" (Рапполово, Россия). До и во время эксперимента животные содержались на стандартном рационе без добавок и имели неограниченный доступ к воде. Эксперименты на животных проводили в соответствии с рекомендациями ARRIVE, Законом Великобритании о животных (научные процедуры) 1986 г. и Директивой ЕС 2010/63/ЕС для экспериментов на животных. Используемые протокол и процедуры были рассмотрены и одобрены Комитетом по биоэтике Удмуртского государственного университета (дата - 29 октября 2019 г. протокол № 1903).

Иммунизация и забор крови. В 2-месячном возрасте кроликов (n = 4) и крыс (n = 6) иммунизировали нчЛПВП (Kalen Biomedical, США). Липопротеины вводили однократно, внутрикожно, в дозе 200 мкг (по белку) на кролика/крысу в неполном адъюванте Фрейнда (НАФ) (InvivoGen, США).

Контрольным кроликам (n = 3) и контрольным крысам (n = 5) внутрикожно вводили физиологический раствор в НАФ. В исследование также были включены интактные кролики (n = 6) и крысы (n = 8) того же возраста, которым не вводили ни липопротеины, ни НАФ. Кровь брали у крыс и кроликов из хвостовой или ушной вены с антикоагулянтом (цитрат натрия). Отбирали плазму крови и определяли уровень антител к нчЛПВП, уровни холестерина ЛПВП и ЛПНП, уровни ФНОα и тромбоцитарного фактора роста-BB (PDGF-BB).

Иммуноферментный анализ антител к нчЛПВП в крови кролика и крысы. НчЛПВП (Kalen Biomedical, США) в концентрации 10 мкг/мл сорбировали в лунки планшета в течение ночи при 4 °С. Образцы плазмы добавляли в серийном разведении фосфатно-солевым буфером, pH 7,2 с Tween-20 и инкубировали в течение 3 ч при комнатной температуре. Далее в лунки планшета добавляли по 100 мкл овечьих антител против иммуноглобулинов крысы или кролика, меченных пероксидазой хрена (ИМТЕК, Россия), разведенных в 8000 раз в фосфатно-солевом буфере с Tween-20 (Panreac/AppliChem, Испания/Германия). Инкубировали 1 ч при комнатной температуре. Затем добавляли субстратную смесь. На каждом этапе планшеты трижды промывали фосфатно-солевым буфером, содержащим Tween-20. Оптическую плотность определяли при 492 нм.

Подготовка ткани и гистология. Кроликов и крыс, иммунизированных нчЛПВП, и животных, которым вводили НАФ, а также интактных животных подвергали эвтаназии и перфузии фосфатно-солевым буфером с последующим введением Immunofix (Bio Optica Milano Spa, Италия) через левый желудочек через 35-40 нед после иммунизации или инъекции адъюванта. Образцы аорты фиксировали 24 ч в Immunofix и заливали в парафин. Срезы толщиной 5 мкм делали на микротоме НМ 325 (Thermo Fisher Scientific, США), предоставленном Центром коллективного пользования приборами УдГУ, и окрашивали гематоксилином и эозином для визуализации морфологии. Микроскоп Olympus BX53 (Olympus, Япония) предоставлен Центром коллективного пользования научными приборами Удмуртского федерального исследовательского центра УрО РАН.

Разделение мононуклеаров периферической крови. Периферическую кровь с добавлением цитрата натрия разделяли на градиенте фиколла-верографина (ρ = 1,08 г/см3). Суспензию мононуклеарных клеток крови затем промывали фосфатно-солевым буфером.

Липидный профиль плазмы и мононуклеаров периферической крови кроликов и крыс. Липиды экстрагировали из плазмы крови и мононуклеаров по методу Фолча [22], а затем разделяли методом тонкослойной хроматографии на силикагелевых пластинах Sorbfil (ООО "ИМИД", Россия) в смеси гексан : диэтиловый эфир : метанол : ледяная уксусная кислота в соотношении 9 : 2 : 0,2 : 0,3. Липидные фракции затем экстрагировали из силикагеля. Количество липидов в каждой фракции определяли по углероду сжиганием серной кислотой при 200 °С с последующей фотометрией при 405 нм. Рассчитывали процентное соотношение липидных фракций.

Определение уровней холестерина ЛПНП и ЛПВП в плазме кроликов. Образцы крови брали из ушной вены каждого кролика, иммунизированного нчЛПВП, еженедельно, в течение 5 нед после иммунизации ЛПВП. Холестерин ЛПНП и холестерин ЛПВП измеряли прямым гомогенным анализом с использованием наборов № 10094 и № 10084 соответственно (HUMAN Gesellschaft für Biochemica und Diagnostica mbH, Германия). Использовали спектрофотометр Genesys 10S UV-Vis (Thermo Fisher Scientific, США), предоставленный Центром коллективного пользования приборами УдГУ.

Исследование продукции ФНОα и PDGF-BB периаортальной жировой тканью аорты кроликов, иммунизированных нчЛПВП. Чтобы изучить продукцию цитокинов периаортальной жировой тканью кроликов, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, была получена кондиционированная среда адипоцитов [23].

Для этого у иммунизированных нчЛПВП/НАФ кроликов на 35-40-й неделе после иммунизации, а также у интактных кроликов брали образцы жировой ткани, окружающей аорту. Жировую ткань разрезали на фрагменты размером 2-3 мм3 и инкубировали в среде DMEM (ПанЭко, Россия), содержащей 4,5 г/л глюкозы (ПанЭко, Россия), 10 % фетальной бычьей сыворотки (Biosera, Франция), 50 Ед/мл пенициллина (ПанЭко, Россия), 50 мкг/мл стрептомицина (ПанЭко, Россия) и 4 мМ глутамина (ПанЭко, Россия) в течение 24 ч. Затем эксплантаты промывали и помещали в свежую среду DMEM, содержащую 0,1 % фетальной бычьей сыворотки. Через 24 ч среду собирали и анализировали в ней цитокины. Уровень ФНОα измеряли с использованием Wide-range ELISA Kit For Tumor Necrosis Factor Alpha - WEA133Rb (Cloud-Clone Corp., США), PDGF-BB, используя Rabbit PDGF-BB ELISA Kit, ab273242 (Abcam, Великобритания).

Исследование уровней ФНОα и PDGF-BB в плазме крови у кроликов, иммунизированных нчЛПВП. Образцы крови брали из ушной вены каждого кролика, иммунизированного нчЛПВП/НАФ, через 2, 3, 4, 5 и 6 нед после иммунизации. Уровни ФНОα измеряли с использованием Wide-range ELISA Kit For Tumor Necrosis Factor Alpha - WEA133Rb (Cloud-Clone Corp., США), уровни PDGF-BB - с использованием Rabbit PDGF-BB ELISA Kit, ab273242 (Abcam, Великобритания).

Статистический анализ данных выполнен с использованием GraphPad Prism (GraphPad Software, США). Для определения статистической значимости различий между изучаемыми группами животных использовали ANOVA-тест или критерий Вилкоксона. Значимыми считали различия при p ≤ 0,05.

Результаты

Антитела к нчЛПВП и гистологический анализ аорты крыс и кроликов, иммунизированных нчЛПВП

Кинетика антител к нчЛПВП у кроликов и крыс, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, и у животных, получивших инъекцию НАФ, показана на рис. 1. Однократная внутрикожная иммунизация крыс и кроликов нчЛПВП/НАФ индуцировала продукцию антител к нчЛПВП, которые продолжали определяться в крови на момент перфузии, которая была выполнена через 35-40 нед после иммунизации.

Гистологический анализ дуги аорты у крыс, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, выявил атеросклерозоподобные изменения: нарушение нормальной структуры медии аорты, миграцию гладкомышечных клеток в адвентицию (рис. 2А), гладкомышечные клетки в адвентиции (рис. 2Б) и лейкоцитарную инфильтрацию адвентиции (рис. 2Б) аорты. У крыс, которым вводили НАФ, изменений в дуге аорты не обнаружено (рис. 2В).

Гистологический анализ дуги аорты кроликов, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, выявил более сложные атеросклерозоподобные изменения. В аортах кроликов выявлены аномальная структура медии (рис. 2Д), участки хрящевой и адипоцитарной метаплазии и лейкоцитарной инфильтрации (рис. 2Е). Очевидно, адипоциты разрушались, образуя липидное ядро (рис. 2Е). Подобные изменения, в том числе метаплазия аорты, также обнаруживаются в стенке аорты людей, больных атеросклерозом [24, 25]. У кроликов, которым вводили НАФ (рис. 2Ж), изменений в стенке аорты относительно интактных кроликов не обнаружено (рис. 2З).

Липидный состав плазмы крови и мононуклеаров периферической крови, уровни холестерина ЛПНП и холестерина ЛПВП в плазме у кроликов и крыс, иммунизированных нчЛПВП/НАФ и получивших инъекцию НАФ

Анализ липидного профиля плазмы крови в трех экспериментальных группах кроликов (иммунизированных нчЛПВП/НАФ, получивших инъекцию НАФ и интактных) не выявил отличий в липидном составе плазмы крови кроликов, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, и в плазме крови кроликов, получивших инъекцию НАФ, относительно липидного состава плазмы крови интактных кроликов (см. таблицу). Различий в липидном составе плазмы между кроликами, иммунизированными нчЛПВП/НАФ и кроликами, получившими НАФ, также не выявлено.

В липидном профиле плазмы крови крыс, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, и крыс, получивших инъекцию НАФ, уровни свободных жирных кислот достоверно выше, чем у интактных крыс (см. таблицу). Различий в липидном составе плазмы крови крыс, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, и крыс, которым вводили НАФ, не выявлено.

Таким образом, липидный профиль плазмы крови крыс, иммунизированных нчЛПВП/НАФ и имеющих атеросклерозоподобные изменения в стенке аорты, отличался от липидного профиля интактных животных. Однако такие же изменения наблюдались и в липидном профиле плазмы крови крыс, получавших инъекцию НАФ и не имевших поражения стенки аорты. Следовательно, изменения, обнаруженные в плазме крови крыс, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, и животных, получивших НАФ, были индуцированы инъекцией НАФ и не ассоциированы с атеросклеротическими изменениями в аорте.

При сравнении липидного состава мононуклеарных клеток крови кроликов, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, кроликов, которым вводили НАФ, и интактных кроликов обнаружено, что мононуклеарные клетки кроликов, которым вводили НАФ, имели низкий уровень диацилглицеридов по сравнению с клетками интактных кроликов (см. таблицу). Не найдено существенных различий в профиле липидов мононуклеарных клеток крови между кроликами, иммунизированными нчЛПВП/НАФ, и интактными кроликами или между кроликами, иммунизированными нчЛПВП/НАФ, и кроликами, которым вводили НАФ (см. таблицу).

В мононуклеарных клетках крови крыс, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, по сравнению с мононуклеарными клетками интактных крыс обнаружен низкий уровень диацилглицеридов и высокий уровень свободных жирных кислот (см. таблицу). Такие же изменения обнаружены в мононуклеарных клетках крыс, получивших НАФ и не имевших атеросклеротического поражения аорты (см. таблицу). Различий в липидном составе мононуклеарных клеток крови крыс, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, и крыс, которым вводили НАФ, не выявлено.

Следовательно, изменения, обнаруженные в липидном профиле мононуклеарных клеток крови кроликов и крыс, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, как и в липидном профиле плазмы крыс, были вызваны введением НАФ и не связаны с атеросклеротическими изменениями в аорте. Никаких уникальных изменений в профилях липидов плазмы или мононуклеарных клеток, которые могли бы быть ассоциированы с иммунным ответом к нативным липопротеинам, не обнаружено.

У кроликов, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, кроме липидного состава плазмы и мононуклеарных клеток крови, еженедельно исследовали уровни холестерина ЛПВП и холестерина ЛПНП плазмы крови в течение 5 нед после иммунизации нчЛПВП/НАФ. Средние еженедельные значения холестерина плазмы сравнивали с его уровнем до иммунизации. Как видно на рис. 3, уровни холестерина ЛПНП и ЛПВП в крови кроликов, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, остаются неизменными относительно уровня до иммунизации, за исключением снижения на 1-й неделе после иммунизации. Снижение уровня холестерина плазмы крови в ходе иммунного ответа против ЛПВП является транзиторным и может быть реакцией на появление в крови антител к ЛПВП.

Уровни холестерина ЛПВП и общего холестерина у крыс, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, изучены нами ранее. У них также не выявлено изменений уровня холестерина в плазме [16].

Продукция ФНОα и PDGF-BB периаортальной жировой тканью кроликов, иммунизированных нчЛПВП

Жировая ткань вовлечена в метаболизм липидов в организме, так как она является местом хранения энергии в форме липидов, контролирует мобилизацию и распределение липидов в организме [26]. Дисфункция жировой ткани может приводить к нарушениям липидного обмена [27]. Липиды плазмы крови в свою очередь могут оказывать влияние на жировую ткань. В работе Huang и соавт. показано, что гиперхолестеринемия, вызванная содержанием крыс на высокохолестериновой диете, приводит к воспалению, липолизу и гибели адипоцитов [28]. Свободные жирные кислоты вызывают воспаление в жировой ткани, приводя к высвобождению провоспалительных и проатерогенных цитокинов [29]. Чтобы выяснить, имеется ли дисфункция периаортальной жировой ткани у кроликов, иммунизированных ЛПВП, у которых развился атеросклероз, изучена продукция ею цитокинов, которые могут вызывать воспаление в стенке аорты, изменение фенотипа и миграцию гладкомышечных клеток. В частности, были исследованы PDGF-BB, который может усиливать пролиферацию, миграцию гладкомышечных клеток и переключение их фенотипа с сократительного на секреторный [30-32], и ФНОα, обладающий провоспалительными свойствами [33, 34].

На рис. 4А показаны результаты измерения уровней ФНОα и PDGF-BB в кондиционированной среде, полученной в ходе культивирования периаортальной жировой ткани кроликов, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, и интактных кроликов.

Как видно, продукция ФНОα клетками периаортальной жировой ткани кроликов, иммунизированных ЛПВП, и интактных кроликов не отличается, а продукция PDGF-BB не обнаруживается ни у тех, ни у других. Уровни этих цитокинов были измерены в крови интактных кроликов и кроликов, иммунизированных нчЛПВП/НАФ.

Образцы крови были получены в период нарастания уровня антител к нчЛПВП. У интактных кроликов кровь забирали в аналогичный период. Уровень цитокинов в крови интактных кроликов и кроликов, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, не отличался. Таким образом, продукция ФНОα и PDGF-BB периаортальной жировой тканью и уровни этих цитокинов в крови не изменены у кроликов, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, у которых развился атеросклероз.

Обсуждение

Так как изменениям в липидном обмене отводят ключевую роль в развитии атеросклероза, мы ожидали их найти у кроликов и крыс, иммунизированных нчЛПВП, у которых развились атеросклерозоподобные изменения аорты. Однако мы не выявили изменений в липидном составе плазмы и в липидном составе мононуклеаров кроликов и крыс, которые были бы ассоциированы с иммунным ответом против ЛПВП и развитием атеросклеротических изменений аорты. Изменения в липидном составе, которые мы нашли, были вызваны НАФ, который использовался при иммунизации ЛПВП. Кроме того, мы не нашли изменений в продукции ФНОα и PDGF-BB периаортальной жировой тканью кроликов, у которых развился атеросклероз. Иначе говоря, мы не нашли доказательств того, что для развития атеросклеротических повреждений аорты, вызванных аутоиммунной реакцией к ЛПВП, необходимы изменения в липидном обмене.

Факты, полученные в настоящем исследовании, а также данные, представленные в ряде обзоров, посвященных проблеме атерогенеза [4, 35-37], могут служить основанием для смены парадигмы в представлениях о патогенезе атеросклероза в пользу того, что причиной развития атеросклероза могут быть срыв толерантности и индукция аутоиммунной реакции к липопротеинам плазмы, а дислипидемия не является обязательным компонентом развития атеросклероза.

В то же время нельзя отрицать вклад дислипидемии в развитие атеросклероза в тех случаях, когда возникает глубокая дислипидемия, например у экспериментальных животных, содержащихся на гиперхолестериновой диете, или у мышей, нокаутных по генам аполипопротеина Е и/или рецептора ЛПНП. В этих случаях создаются экстремально высокие уровни липопротеинов в крови, которые могут стать причиной индукции аутоиммунной реакции к липопротеинам. Причиной развития аутоиммунной реакции также может быть дислипидемия, вызванная инфекционными заболеваниями [38].

Особого внимания заслуживает неожиданно выявленный эффект НАФ на липидный обмен, так как НАФ широко используется в экспериментальных исследованиях и в некоторых вакцинах.

В мононуклеарных клетках крови крыс, получивших инъекцию НАФ, наблюдается увеличение уровня свободных жирных кислот, сопряженное с уменьшением уровня диацилглицеридов. Мы предполагаем, что в мононуклеарных клетках крови крыс, получивших инъекцию НАФ, происходит распад диацилглицеридов c образованием свободных жирных кислот (рис. 5A). В то же время в плазме крови этих крыс по сравнению с интактными крысами найден высокий уровень свободных жирных кислот. В мононуклеарных клетках крови кроликов, получивших инъекцию НАФ, также выявлены распад диацилглицеридов и тенденция к увеличению уровня свободных жирных кислот (см. таблицу). Следовательно, мононуклеарные клетки крови кроликов тоже пытаются получать свободные жирные кислоты из собственных диацилглицеридов при нормальном уровне свободных жирных кислот в крови. Иначе говоря, мононуклеарные клетки крови крыс и кроликов, получивших НАФ, пытаются вырабатывать свободные жирные кислоты из диацилглицеридов, а не получать из плазмы крови, в которой их много или достаточно.

Почему при высоком или нормальном уровне источника свободных жирных кислот в плазме крови, в мононуклеарных клетках крови крыс и кроликов запускается распад диацилглицеридов для получения свободных жирных кислот? Известно, что источником свободных жирных кислот у кроликов являются ЛПНП плазмы, а у крыс - свободные жирные кислоты, связанные с альбумином плазмы, и эфиры холестерина ЛПВП (рис. 5А), а не ЛПНП, как у кролика и человека (рис. 5Б). Это связано с тем, что крысы не имеют белка, переносящего эфиры холестерина, который транспортирует эфиры холестерина из ЛПВП в ЛПНП (рис. 5Б). Мононуклеарные клетки крови усиливают путь получения свободных жирных кислот из диацилглицеридов внутри клетки, значит свободные жирные кислоты, связанные с липопротеинами плазмы, недоступны клеткам ни у кроликов, ни у крыс, получивших инъекцию НАФ.

Таким образом, инъекция НАФ нарушает доставку свободных жирных кислот у крыс и кроликов в клетки. Каким образом НАФ блокирует обмен, пока не ясно. Возможно, НАФ модифицирует белки плазмы, в том числе белки липопротеинов, вызывая образование аутоантител к ним. В свою очередь аутоантитела к липопротеинам нарушают связывание липопротеиновых частиц с их рецепторами на мембране клеток.

Заключение

Изменения липидного профиля плазмы крови и мононуклеарных клеток крови у животных, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, и у животных, которым вводили НАФ, были схожи, тогда как атеросклерозоподобные изменения в стенке аорты наблюдались только у животных, иммунизированных нчЛПВП/НАФ. Никаких уникальных изменений в профилях липидов плазмы или мононуклеарных клеток крови, которые могли бы быть связаны с иммунным ответом на нативные липопротеины, не обнаружено. Следовательно, изменения липидного обмена у кроликов и крыс, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, были индуцированы НАФ, и эти изменения не были связаны с атеросклеротическими поражениями аорты.

Продукция ФНОα и PDGF-BB периаортальными адипоцитами у кроликов, иммунизированных нчЛПВП/НАФ, у которых развился атеросклероз, была такой же, как и у интактных кроликов. Таким образом, мы не нашли доказательств того, что изменения липидного обмена необходимы для развития атеросклеротических поражений аорты, индуцированных иммунным ответом на ЛПВП. Причиной атеросклерозоподобных изменений стенки аорты экспериментальных животных, иммунизированных нчЛПВП, является исключительно иммунный ответ против ЛПВП.

Литература

1. Nettersheim F.S., De Vore L., Winkels H. Vaccination in Atherosclerosis. Cells. 2020; 9 (12): 2560. DOI: https://www.doi.org/10.3390/cells9122560

2. Casula M., Colpani O., Xie S., Catapano A.L., Baragetti A. HDL in atherosclerotic cardiovascular disease: in search of a role. Cells. 2021; 10 (8): 1869. DOI: https://www.doi.org/10.3390/cells10081869

3. Matsuura E., Atzeni F., Sarzi-Puttini P., Turiel M., Lopez L.R., Nurmohamed M.T. Is atherosclerosis an autoimmune disease? BMC Med. 2014; 12 (1): 47. DOI: https://www.doi.org/10.1186/1741-7015-12-47

4. Cinoku I.I., Mavragani C.P., Moutsopoulos H.M. Atherosclerosis: beyond the lipid storage hypothesis. The role of autoimmunity. Eur J Clin Invest. 2020; 50 (2): e13195. DOI: https://www.doi.org/10.1111/eci.13195

5. van den Berg V.J., Vroegindewey M.M., Kardys I., Boersma E., Haskard D., Hartley A., Khamis R. Anti-oxidized LDL antibodies and coronary artery disease: a systematic review. Antioxidants (Basel). 2019; 8 (10): 484. DOI: https://www.doi.org/10.3390/antiox8100484

6. Marchini T., Hansen S., Wolf D. ApoB-Specific CD4+ T cells in mouse and human atherosclerosis. Cells. 2021; 10 (2): 446. DOI: https://www.doi.org/10.3390/cells10020446

7. Hansson G.K., Hermansson A. The immune system in atherosclerosis. Nat Immunol. 2011; 12 (3): 204-12. DOI: https://www.doi.org/10.1038/ni.2001

8. Gistera A., Hansson G.K. The immunology of atherosclerosis. Nat Rev Nephrol. 2017; 13 (6): 368-80. DOI: https://www.doi.org/10.1038/nrneph.2017.51

9. Kobiyama K., Ley K. Atherosclerosis. Circ Res. 2018; 123 (10): 1118-20. DOI: https://www.doi.org/10.1161/circresaha.118.313816

10. Marchini T., Abogunloko T., Wolf D. Modulating autoimmunity against LDL: development of a vaccine against atherosclerosis. Hamostaseologie. 2021; 41 (6): 447-57. DOI: https://www.doi.org/10.1055/a-1661-1908

11. Nilsson J., Hansson G.K. Vaccination strategies and immune modulation of atherosclerosis. Circ Res. 2020; 126 (9): 1281-96. DOI: https://www.doi.org/10.1161/CIRCRESAHA.120.315942

12. FP7 Health. 2013. Vaccination in Atherosclerosis (VIA). CORDIS. European Commission. URL: https://cordis.europa.eu/project/id/603131 (date of access 10.04.2021).

13. Wolf D., Ley K. Immunity and Inflammation in Atherosclerosis. Circ Res. 2019; 124 (2): 315-27. DOI: https://www.doi.org/10.1161/circresaha.118.313591

14. Pirillo A., Bonacina F., Norata G.D., Catapano A.L. The Interplay of Lipids, Lipoproteins, and Immunity in Atherosclerosis. Curr Atheroscler Rep. 2018; 20 (3): 12. DOI: https://www.doi.org/10.1007/s11883-018-0715-0

15. Menshikov I., Fomina K., Beduleva L. Atherosclerosis in rats after immunization with human native low-density lipoproteins. 15th International Congress of Immunology (ICI) (Milan, August 22-27, 2013). Front Immunol. 2013: 741. DOI: https://www.doi.org/10.3389/conf.fimmu.2013.02.00389

16. Fomina K., Beduleva L., Menshikov I., Anikaeva M., Suntsova D., Sidorov A., Stolyarova E. Immune response to native lipoproteins induces visceral obesity and aortic wall injury in rats: the role of testosterone. Endocr Metab Immune Disord Drug Targets. 2017; 17 (2): 125-33. DOI: https://www.doi.org/10.2174/1871530317666170711154825

17. Fomina K., Beduleva L., Menshikov I., Zerjawi A., Terentiev A., Sidorov A., Khramova T., Abisheva N., Gorbushina A. Аtherosclerosis-like changes in the rabbit aortic wall induced by immunization with native high-density lipoproteins. Immun Inflamm Dis. 2020; 8 (4): 559-67. DOI: https://www.doi.org/10.1002/iid3.339

18. Morgan K., Clague R.B., Shaw M.J., Holt P.J. Native type II collagen-induced arthritis in the rat. I. Incidence and humoral response to collagen. Ann Rheum Dis. 1980; 39 (3): 285-90. DOI: https://www.doi.org/10.1136/ard.39.3.285

19. Trentham D.E., Townes A.S., Kang A.H. Autoimmunity to type II collagen: an experimental model of arthritis. J Exp Med. 1977; 146 (3): 857-67. DOI: https://www.doi.org/10.1084/jem.146.3.857

20. Фишер М.С., Курилин В.В., Терещенко В.П., Булыгин А.С., Кузнецова М.С., Ивлева Е.К., Сенников С.В. Экспериментальная модель антиген- и коллаген-индуцированного артрита у мышей. Иммунология. 2022; 43 (2): 157-65. DOI: https://doi.org/10.33029/0206-4952-2022-43-2-157-165

21. Mannie M., Swanborg R.H., Stepaniak J.A. Experimental Autoimmune Encephalomyelitis in the Rat. Curr Protoc Immunol. 2009; 85: 15.2.1-15.2.15. DOI: https://www.doi.org/10.1002/0471142735.im1502s85

22. Folch J., Lees M., Stanley G.H.S. A simple method for the isolation and purification of total lipides from animal tissues. J Biol Chem. 1957; 226 (1): 497-09. DOI: https://www.doi.org/10.1016/s0021-9258(18)64849-5

23. Bechor S., Nachmias D., Elia N., Haim Y., Vataresca M., Leikin-Frenkel A., Gericke M., Tarnovscki T., Las G., Ridich A. Adipose tissue conditioned media support macrophage lipid-droplet biogenesis by interfering with autophagic flux. Biochim Biophys Acta Mol Cell Biol Lipids. 2017; 1862 (9): 1001-12. DOI: https://www.doi.org/10.1016/j.bbalip.2017.06.012

24. Bobryshev Y.V. Transdifferentiation of smooth muscle cells into chondrocytes in atherosclerotic arteries in situ: implications for diffuse intimal calcification. J Pathol. 2005; 205 (5): 641-50. DOI: https://www.doi.org/10.1002/path.1743

25. Salisbury E., Hipp J., Olmsted-Davis E.A., Davis A.R., Heggeness M., Gannon F.H. Histological identification of brown adipose and peripheral nerve involvement in human atherosclerotic vessels. Hum Pathol. 2012; 43 (12): 2213-22. DOI: https://www.doi.org/10.1016/j.humpath.2012.03.013

26. Luo L., Liu M. Adipose tissue in control of metabolism. J Endocrinol. 2016; 231 (3): R77-R99. DOI: https://www.doi.org/10.1530/JOE-16-0211

27. van de Woestijne A.P., Monajemi H., Kalkhoven E., Visseren F.L.J. Adipose tissue dysfunction and hypertriglyceridemia: mechanisms and management. Obes Rev. 2011; 12 (10): 829-40. DOI: https://www.doi.org/10.1111/j.1467-789X.2011.00900.x

28. Huang J.P., Hsu S.C., Meir Y.J.J., Hsieh P.S., Chang C.C., Chen K.H., Chen J.K., Hung L.M. Role of dysfunctional adipocytes in cholesterol-induced nonobese metabolic syndrome. J Mol Endocrinol. 2018; 60 (4): 307-21. DOI: https://www.doi.org/10.1530/JME-17-0194

29. Boden G. Obesity and Free Fatty Acids (FFA). Endocrinol Metab Clin North Am. 2008; 37 (3): 635-46. DOI: https://www.doi.org/10.1016/j.ecl.2008.06.007

30. Thyberg J., Palmberg L., Nilsson J., Ksiazek T., Sjolund M. Phenotype modulation in primary cultures of arterial smooth muscle cells. On the role of platelet-derived growth factor. Differentiation. 1983; 25 (2): 156-67. DOI: https://www.doi.org/10.1111/j.1432-0436.1984.tb01351.x

31. Holycross B.J., Blank R.S., Thompson M.M., Peach M.J., Owens G.K. Platelet-derived growth factor-BB-induced suppression of smooth muscle cell differentiation. Circ Res. 1992; 71 (6): 1525-32. DOI: https://www.doi.org/10.1161/01.res.71.6.1525

32. Han J.H., Park H.S., Lee D.H., Jo J.H., Heo K.S., Myung C.S. Regulation of autophagy by controlling Erk1/2 and mTOR for platelet-derived growth factor-BB-mediated vascular smooth muscle cell phenotype shift. Life Sci. 2021; 267: 118978. DOI: https://www.doi.org/10.1016/j.lfs.2020.118978

33. Warner S.J., Libby P. Human vascular smooth muscle cells. Target for and source of tumor necrosis factor. J Immunol. 1989; 142 (1): 100-9.

34. Lamb F.S., Choi H., Miller M.R., Stark R.J. TNFα and Reactive Oxygen Signaling in Vascular Smooth Muscle Cells in Hypertension and Atherosclerosis. Am J Hypertens. 2020; 33 (10): 902-13. DOI: https://www.doi.org/10.1093/ajh/hpaa089

35. Sima P., Vannucci L., Vetvicka V. Atherosclerosis as autoimmune disease. Ann Trans Med. 2018; 6 (7): 116. DOI: https://www.doi.org/10.21037/atm.2018.02.02

36. Pereira I.A., Borba E.F. The role of inflammation, humoral and cell mediated autoimmunity in the pathogenesis of atherosclerosis. Swiss Med Wkly. 2008; 138 (37-38): 534-9.

37. Nilsson J., Björkbacka H., Fredrikson G.N. Apolipoprotein B100 autoimmunity and atherosclerosis - disease mechanisms and therapeutic potential. Cur Opin Lipidol. 2012; 23 (5): 422-8. DOI: https://www.doi.org/10.1097/mol.0b013e328356ec7c

38. Балмасова И.П., Царев В.Н., Ющук Е.Н., Доровских А.С., Малова E.C., Караков К.Г., Эльбекьян К.С., Арутюнов С.Д. Заболевания пародонта и атеросклероз: микроэкологические, метаболические и иммунологические механизмы взаимосвязи. Иммунология. 2020; 41 (4): 370-80. DOI: https://doi.org/10.33029/0206-4952-2020-41-4-370-380

Главный редактор
ГЛАВНЫЙ РЕДАКТОР
Хаитов Муса Рахимович

Член-корреспондент РАН, доктор медицинских наук, профессор, директор ФГБУ «ГНЦ Институт иммунологии» ФМБА России

Редакционная коллегия журнала «Иммунология» и ФГБУ «ГНЦ Институт иммунологии» ФМБА России с прискорбием сообщают, что 11.03.2022 г. скончался Президент журнала «Иммунология», научный руководитель Института академик РАН Хаитов Рахим Мусаевич
Медицина сегодня
Уважаемые коллеги, до XI-го Национального конгресса с международным участием имени Н.О. Миланова "Пластическая хирургия, эстетическая медицина и косметология" осталось 3 дня

Уважаемые коллеги, до XI-го Национального конгресса с международным участием имени Н.О. Миланова "Пластическая хирургия, эстетическая медицина и косметология" осталось 3 дня! С 29 ноября по 1 декабря 2022 года в Москве пройдет XI Национальный конгресс "Пластическая хирургия,...

X конференция с международным участием "Креативная кардиология и кардиохирургия. Новые технологии диагностики и лечения заболеваний сердца"

6-7 декабря 2022 года состоится юбилейная X конференция с международным участием "Креативная кардиология и кардиохирургия. Новые технологии диагностики и лечения заболеваний сердца", которая будет проходить в очном и онлайн-формате в ФГБУ "НМИЦ ССХ им. А.Н. Бакулева"...

Приглашаем 1 и 2 декабря в Москву на яркий профессиональный праздник - итоговую всероссийскую Школу РОАГ!

Приглашаем 1 и 2 декабря в Москву на яркий профессиональный праздник - итоговую всероссийскую Школу РОАГ! Школа в Москве занимает особое место в образовательном цикле Школ РОАГ. На ней подводятся итоги прошедшего сезона, обсуждаются темы, которые вызывают наибольший интерес...


Журналы «ГЭОТАР-Медиа»