Анализ влияния рецептора интерлейкина-27 на инициацию развития гепатоцеллюлярной карциномы

• Агаев Туран Ага Ровшан оглы
• Титерина Елизавета Константиновна
• Хорева Марина Викторовна
• Кольцова Екатерина Константиновна
• Ганковская Людмила Викторовна

Резюме

Введение. Гепатоцеллюлярная карцинома (ГЦК) - самый распространенный тип рака печени с низкой выживаемостью из-за его позднего выявления. Цитокин ИЛ-27 играет ключевую роль, активируя факторы STAT1 и STAT3, что влияет на развитие ГЦК. Недавние исследования указывают на важность сигнального пути IL-27R в контроле врожденных цитотоксических клеток, что может быть значимо для диагностики и лечения ГЦК на ранних стадиях.

Цель - изучить роль IL-27R-сигналинга на ранних стадиях развития ГЦК.

Материал и методы. В исследовании использовались лабораторные мыши с генетическими модификациями в гене α-субъединицы рецептора ИЛ-27 (Il27r^-/- и Il27ra^+/-), подвергнутые внутрибрюшинному введению диэтилнитрозамина (DEN) для анализа апоптоза и пролиферации гепатоцитов. Количественный анализ нейтрофилов проводили методом проточной цитофлуориметрии. Уровень пролиферации определяли по окрашиванию маркера Ki67 на срезах печени, а для детекции апоптоза использовался TUNEL-анализ на срезах печени мышей. Анализ фосфорилирования транскрипционного фактора STAT3 в печени мышей проведен методом вестерн-блоттинга. Уровни экспрессии гена Ifng и генов Il10, Retnla, Chil3l1, Cd44, ассоциированных с репарацией в печени мышей, были проанализированы с помощью полимеразной цепной реакции в реальном времени (ПЦР-РВ).

Результаты. Через 48 ч после введения DEN у мышей Il27ra^-/- наблюдались снижение уровня пролиферации и апоптоза в печени, а также уменьшение количества нейтрофилов. В течение 24 ч после введения DEN отмечалось повышение экспрессии генов, связанных с репарацией ткани, в печени мышей Il27ra^-/-.

Заключение. Результаты исследования свидетельствуют о воздействии сигнального пути, связанного с IL-27R, на процессы воспаления, апоптоза и пролиферации гепатоцитов, а также на процессы репарации печени. Эти данные предоставляют возможность оценки уровня воспаления в печени. Важно отметить, что хроническое воспаление в долгосрочной перспективе может привести к развитию ГЦК, и измерение уровня ИЛ-27 после повреждающего воздействия на печень позволяет оценить данное воздействие.

Ключевые слова:воспаление; гепатоцеллюлярная карцинома; рак печени; рецептор интерлейкина-27

Введение

Гепатоцеллюлярная карцинома (ГЦК), или рак печени, является одной из наиболее распространенных и опасных форм рака. ГЦК является третьей в мире причиной смерти от рака [1]. 5-летняя выживаемость при ГЦК обычно низкая, так как это заболевание чаще всего обнаруживается на поздних стадиях [2].

Развитие ГЦК связано с множеством факторов риска (хроническое употребление алкоголя, вирусные гепатиты B и C, сахарный диабет и ожирение), но все они имеют общую черту - провокацию иммунного воспалительного процесса в печени [3]. Хронизация этого воспалительного процесса, вызванного указанными факторами риска, приводит к постепенному развитию рака.

Интерлейкин-27 (ИЛ-27) принадлежит к суперсемейству цитокинов ИЛ-6/ИЛ-12 и является важным регулятором иммунного ответа [4, 5]. Он состоит из двух субъединиц - р28 и EBI3. Рецептор ИЛ-27 (IL-27R), состоящий из двух цепей WSX-1/IL-27RA и gp130, экспрессируется множеством иммунных клеток, а также некоторыми негематопоэтическими клетками [6]. IL-27R передает сигналы в основном через активацию STAT1 и STAT3, причем STAT3 является внутриклеточным фактором, влияющим на развитие ГЦК [7, 8]. Было также показано, что ИЛ-27 играет противовоспалительную роль в инфекционных и хронических иммуноопосредованных заболеваниях [9-11]. Отсутствие IL-27RA приводит к повышенной продукции провоспалительных цитокинов, включая ИЛ-17A и ИЛ-6, а это указывает на то, что он играет двойственную роль при воспалении. Недавно было показано, что сигнал, передаваемый через IL-27R, также выступает в качестве иммунной контрольной точки для врожденных цитотоксических клеток, тем самым способствуя развитию ГЦК. В данном исследовании было обнаружено, что дефицит IL-27R подавляет развитие рака печени в модели ГЦК in vivo. Однако роль IL-27R-сигналинга на ранних стадиях развития ГЦК до сих пор не изучена.

Материал и методы

Лабораторные животные. В данной работе были использованы мыши, нокаутные по гену α-субъединицы рецептора ИЛ-27 (Il27ra^-/-), полученные из питомника Джексона (Jackson Laboratory, США), и гетерозиготные (Il27ra^+/-), полученные путем скрещивания мышей дикого типа (Jackson Laboratory, США) с нокаутными мышами Il27ra^-/-. Мыши из одного помета содержались одинаковых условиях для исключения различий в микробиоте и генетике. Спустя 15 дней после рождения мышам внутрибрюшинно вводили диэтилнитрозамин (DEN) (Sigma, N0258-1G, США) в дозировке 25 мг/кг, в качестве контроля вводили PBS (HyClone, SH30256.01, США). Спустя 12, 24 и 48 ч после введения DEN мышей выводили из эксперимента асфиксией в CO₂-камере с последующей цервикальной дислокацией, после чего проводили анализ апоптоза и пролиферации гепатоцитов. Генотип экспериментальных животных анализировали с помощью полимеразной цепной реакции (ПЦР) с использованием геномной ДНК, выделенной из фрагмента ткани хвоста индивидуальной мыши. Всех мышей содержали в виварии для лабораторных животных в онкологическом центре Фокс Чейз, Филадельфия, США (Fox Chase Cancer Center, Philadelphia, PA, USA). Все эксперименты на мышах были предварительно одобрены комитетом по охране и использованию животных Онкологического центра Фокс Чейз (IACUC).

Проточная цитофлуориметрия. После вывода из эксперимента мышей вскрывали и перфузировали через портальную вену холодным (4 °С) раствором Хэнкса (Gibco, 2740300, США) без ионов кальция и магния, содержащим 2 % гепарина (SAGENT Pharmaceuticals, NDC 25021-400-01, США) (20 ед/мл) для удаления крови из печени, которую впоследствии изымали.

Выделенную печень сначала взвешивали на весах, далее разрезали на мелкие кусочки и инкубировали со смесью ферментов, содержащей коллагеназу I (450 ед/мл) (Sigma, C0130, США) и ДНКазу I (120 ед/мл) (Sigma, D4263, США) в солевом растворе Хэнкса с ионами кальция и магния (Gibco, 14175095, США) на шейкере в течение 40 мин при 37 °C.

По окончании инкубации полученную суспензию клеток фильтровали через 70 мкм фильтр и окрашивали следующими антителами: CD45-PerCP (30-F11; BioLegend, 103130, США), CD11b-Pacific Blue (M1/70; BioLegend, 101224, США), Ly6G-APC/Cy7 (1A8; BioLegend, 127624, США), TCRb-Alexa Fluor 700 (H57-597; BioLegend, 109224, США), NK1.1-FITC (PK136; BioLegend, 108706, США) и краситель Live/Dead Yellow (Life Technologies, 1862666, США) с последующим анализом на проточном цитофлуориметре LSR II (BD Bioscience, США). Все антитела были использованы в разведении 1:50, Live/Dead Yellow - в разведении 1:200 в FACS-буфере.

Для анализа результатов использовали программное обеспечение FlowJo (версия 9.7.6) (BD Bioscience, США). По данным прямого (FSC) и бокового светорассеивания (SSC) проводили отбор клеток без клеточного дебриса. Далее отбирали одиночные клетки, затем живые CD45⁺-клетки. Из популяции живых CD45⁺-клеток выделяли популяцию миелоидных клеток (СD45⁺TCRβ^-NK1.1^-CD11b⁺). Из популяции миелоидных клеток дополнительно выделяли нейтрофилы (СD45⁺TCRβ^-NK1.1^-CD11b⁺Ly6G⁺). Количество нейтрофилов было нормализовано на массу печени, использованной для цитофлуориметрии.

Иммуногистохимия. Целиком извлеченные печени фиксировали в 10 % забуференном формалине (Fisher HealthCare, 23-245685, США) в течение 24 ч. Далее печени фиксировали в 70 % этаноле в течение 24 ч перед заготовкой парафиновых блоков. Для окрашивания срезы печени толщиной 5 мкм депарафинизировали путем 4 смен ксилолов, затем промывали 4 сменами 100 % этанола с последующей гидратацией в водопроводной воде. Демаскировку антигена выполняли в цитратном буфере (Electron Microscopy Sciences, 64142-08, США) при 95 °C в течение 1 ч, после чего охлаждали в течение 1 ч до комнатной температуры.

Затем предметные стекла ополаскивали водопроводной водой в течение 3 мин и обезвоживали в 100 % этаноле в течение 1 мин с последующей блокировкой в 3 % H₂O₂ в PBS в течение 10 мин. Образцы блокировали 5 % козьей сывороткой в 1% BSA-PBS (Fisher Scientific, BP1605-100, США) в течение 20 мин, затем инкубировали с первичными антителами против Ki67 (1 : 100; BioLegend, 151202, США) в течение ночи при 4 °C. После промывания 1 % BSA-PBS предметные стекла инкубировали со вторичными козьими антикрысиными биотинилированными антителами (BD Pharmingen, 559286, CША) в разведении 1 : 200 в течение 30 мин при комнатной температуре, далее проводили 30-минутную инкубацию со стрептавидином-HRP (1 : 500; BD Pharmingen, 554066, США). Для проявления субстрат DAB (Thermo Scientific, 34002, США) наносили на 3 мин с последующей промывкой в водопроводной воде в течение 1 мин и контрастным окрашиванием раствором гематоксилина (Sigma-Aldrich, HHS32, США) в течение 45 с.

Избыток гематоксилина удаляли погружением предметных стекол в 0,25 % раствор аммиачной воды с последующим ополаскиванием водопроводной водой. Для заключения препаратов под покровное стекло использовали монтирующую среду Permount (Fisher Chemical, SP15, США). Все изображения были получены с помощью микроскопа Nikon Eclipse 80i (Nikon, Япония). Количественную оценку проводили с использованием ImageJ (версия 1.51) (NIH-LOCI, США).

TUNEL-анализ. Метод детекции апоптоза проводили на срезах печени мышей толщиной 5 мкм, которые депарафинизировали путем 4 смен ксилолов, а затем промывали 4 сменами 100 % этанола с последующей дегидратацией в водопроводной воде. Данный анализ был проведен согласно протоколу производителя набора Click-iT Plus TUNEL Assay (Invitrogen, C10618, США). Все изображения были получены с помощью микроскопа Nikon Eclipse 80i (Nikon, Япония). Количественную оценку проводили с использованием ImageJ (версия 1.51) (NIH-LOCI, США).

Анализ экспрессии генов. Ткани печени мышей гомогенизировали в реагенте TRIzol (Invitrogen, 15596018, США) с керамическими микросферами диаметром 2,8 мм (OMNI International, 19-646-3, США) в Bead Ruptor (OMNI International, США). РНК экстрагировали с использованием набора Aurum Total RNA Fatty and Fibrous Tissue Kit (Bio-Rad, 7326870, США) в соответствии с протоколом производителя. Концентрацию РНК измеряли методом спектрофотомерии с помощью NanoDrop ND-1000 (Thermo Scientific, США), приемлемой считали чистоту при А280/260 ≥ 2, А260/230 ≥ 2,2.

Комплементарную ДНК синтезировали при помощи iScript Reverse Transcription Supermix (Bio-Rad, 1708841, США) со случайными oligo(dT) праймерами в соответствии с протоколом производителя. Q-RT-PCR выполняли с помощью системы обнаружения ПЦР в реальном времени Bio-Rad CFX 96 Connect (Bio-Rad, США) и использованием iTaq Universal SYBR Green Supermix (Bio-Rad, 1725124, США).

Вестерн-блоттинг. Кусочки перфузированной печени (50 мг) лизировали в буфере RIPA (500 мкл) с ингибиторами фосфатаз и протеаз (Sigma-Aldrich, PPC1010, США). Концентрацию белка определяли с использованием набора для анализа белка BCA (Sigma-Aldrich, 1001491004, США) в соответствии с инструкциями производителя. Клеточные лизаты (20 мкг) были разделены при помощи электрофореза в градиентных гелях Mini-Protean TGX (4-20 %) (Bio-Rad, 456-1094, США), а затем перенесены с помощью электроблоттинга на PVDF-мембраны Trans-Blot Turbo Transfer Pack (Bio-Rad, 1704156, США) и Trans-Blot Turbo Transfer System (Bio-Rad, США). После этого каждую мембрану блокировали 5 % обезжиренным молоком в TBST (10 ммоль/л Тris-HCl, 150 ммоль/л NaCl; 0,1 % ТWEEN-20; pH 7,6) в течение 1 ч.

Далее мембраны инкубировали с первичными антителами при 4 °C в течение ночи. В качестве первичных антител были использованы p-STAT3 (D3A7; Cell Signaling Technology, 9145S, США) и STAT3 (124H6; Cell Signaling Technology, 9139S, США). На следующий день после промывки мембран от первичных антител их инкубировали с вторичными конъюгированным с HRP-антителами в разведении 1 : 5000: кроличьим анти-мышиным IgG (Cell Signaling Technology, 7076S, США) или мышиным антикроличьим IgG (Cell Signaling Technology, 7074S, США).

Для оценки количества контрольного структурного белка использовалось прямое конъюгированное антитело анти-β-актин-HRP (AC-15; Abcam, ab49900, США) в разведении 1 : 50000, мембраны с которым инкубировали в течение 1 ч при комнатной температуре. Полосы на мембранах были визуализированы с использованием реагента для вестерн-блоттинга ECL Prime (GE Healthcare, RPN2232, США) для p-STAT3/STAT3 и SuperSignal West Pico Plus Chemiluminescent Substrate (Thermo Scientific, 34579, США) зафиксированы на авторадиографической пленке (LabScientific, XAR ALF 2025, США).

Статический анализ данных проведен с использованием программного обеспечения Prism10 (GraphPad Software, LLC, США). Полученные данные были проанализированы с помощью двухфакторного дисперсионного анализа (ANOVA) с поправкой Tukey на множественную проверку гипотез. Статистическими значимыми считались различия при значении р < 0,05.

Результаты

Снижение уровня пролиферации и апоптоза в печени у мышей Il27ra^-/- после введения DEN

Ранее была продемонстрирована роль IL-27R при раке печени, однако его воздействие на ранних стадиях развития заболевания осталось неизученным [12]. В связи с этим мы предприняли попытку исследовать этот аспект. Острое поражение печени, вызванное введением DEN, приводит к гибели гепатоцитов путем апоптоза, а также к изменению пролиферации неповрежденных гепатоцитов [8]. Иммунофлуоресцентный TUNEL-анализ апоптоза и имунногистохимический анализ ядерного маркера пролиферации Ki67 показали снижение уровня программируемой клеточной гибели и пролиферации гепатоцитов на срезах ткани печени, полученное в различные временные промежутки от мышей Il27ra^-/- по сравнению с контрольной группой Il27ra^+/- (рис. 1А).

Передача сигнала от рецептора IL-27R приводит к фосфорилированию транскрипционных факторов STAT1 и STAT3 [4, 13, 14]. Согласно опубликованным данным, активация STAT1 обратно коррелирует с опухолевой нагрузкой [15]. В отличие от STAT1, активация STAT3 приводит к увеличению количества опухолей в модели рака печени на мышах. Также была показана позитивная корреляция между активацией STAT3 и стадией развития опухоли у пациентов [7].

Мы наблюдали значительное понижение фосфорилирования STAT3 в позиции Y705 в тканевых лизатах печени у мышей с отсутствием IL-27R (Il27ra^-/-) по сравнению с контрольной группой мышей (Il27ra^+/-) (рис. 1Б). Несмотря на то, что в этих лизатах STAT1 не детектировался, экспрессия гена ИФН-γ (Ifng), продукт которого передает сигнал через STAT1 и индуцирует апоптоз, была выше в печени у мышей с отсутствием IL-27R (Il27ra^-/-), чем у контрольной группы (Il27ra^+/-) (рис. 1В). Таким образом, наши данные указывают на то, что сигнал, передаваемый через IL-27R, коррелирует с уровнем апоптоза и пролиферации, возможно регулируемые через активацию STAT3/STAT1.

Снижение количества нейтрофилов в печени у мышей Il27ra^-/- спустя 48 ч после введения DEN

Избыточное накопление нейтрофилов в очаге поражения ткани в течение нескольких часов после повреждения приводит к затягиванию воспалительного процесса, что в последующем отсрочивает наступление стадии репарации ткани [16]. Мы провели цитофлуориметрический анализ для количественной оценки нейтрофилов в ткани печени мышей через 48 ч после введения DEN, обнаружили значительное снижение количества нейтрофилов, приходящихся на 1 г ткани печени у нокаутных мышей Il27ra^-/- по сравнению с контрольной группой Il27ra^+/- (рис. 2). Полученные данные указывают на то, что сигнал, передаваемый через IL-27R, участвует в регуляции накопления нейтрофилов в результате воспалительной реакции.

Повышение экспрессии генов, ассоциированных с репарацией ткани, в печени у Il27ra^-/- мышей через 24 ч после введения DEN

Процесс воспаления в печени, вызванный повреждающим действием канцерогена DEN завершается репарацией [17]. Эта стадия воспаления строго контролируется такими медиаторами, как ИЛ-10, CHIL3l1, а также RETNLA и CD44 - молекулами, экспрессируемыми альтернативно активированными макрофагами [18-20]. Через 24 ч после введения DEN мы обнаружили повышенную экспрессию генов Il10, Chil3l1, Retnla и Cd44 в печени у нокаутных мышей Il27ra^-/-, но не у мышей контрольной группы (рис. 3). Эти данные свидетельствуют о том, что сигнал, передаваемый через IL-27R, задействован в репарации печени вследствие ее повреждения.

Обсуждение

ГЦК - это наиболее распространенная первичная форма злокачественного новообразования печени и третья по причине смертности от рака во всем мире из-за отсутствия эффективных вариантов лечения [1]. Для определения инициации и прогрессирования ГЦК на молекулярном уровне часто используется модель канцерогенеза на мышах с введением DEN, поскольку она повторяет патофизиологические события ГЦК человека [17]. DEN индуцирует канцерогенез за счет ковалентного связывания и метилирования нуклеиновых кислот и белков в гепатоцитах, что в совокупности с компенсаторной пролиферацией, вызванной гибелью гепатоцитов, приводит к развитию ГЦК.

Роль сигнала, передаваемого через IL-27R, была широко исследована в регуляции различных острых и хронических воспалительных заболеваний [10, 12, 21]. Хотя ИЛ-27 первоначально был описан как провоспалительный цитокин, последующие исследования продемонстрировали его противовоспалительную роль, что позволило поместить ИЛ-27 в ряд иммунорегуляторов [9, 11]. Нами и другими исследователями было показано, что инактивация IL-27R при хронических воспалительных заболеваниях приводит к усилению воспаления и продукции ИЛ-6, ИЛ-17A и других цитокинов [11, 12, 21-23]. Более того, наше недавнее исследование показало, что ИЛ-27-опосредованный сигналинг ингибирует активность врожденных цитотоксических клеток и способствует развитию ГЦК [12]. Однако роль IL-27R в инициации ГЦК до сих пор не была показана.

В данном исследовании мы оценили влияние сигнала, опосредуемого ИЛ-27, на начальном этапе развития ГЦК. Введение DEN вызывает повреждение гепатоцитов и их гибель с последующей воспалительной реакцией. Нами обнаружено, что уровни апоптоза и пролиферации понижаются после введения DEN в ткани печени у мышей с нокаутом гена, кодирующего IL-27R. Сигнал, передаваемый через IL-27R, приводит к активации транскрипционных факторов STAT1 и STAT3 [4, 6].

STAT1, активация которого обратно коррелирует с опухолевой нагрузкой [15], не был обнаружен в лизатах печени. Однако, экспрессия гена Ifng, продукт которого вызывает апоптоз и передает сигнал через STAT1, была повышена в печени у нокаутных мышей Il27ra^-/- по сравнению с контрольной группой мышей Il27ra^+/-. Активация STAT3, в свою очередь, приводит к увеличению опухолевой нагрузки в модели рака печени. Мы обнаружили, что уровень фосфорилирования STAT3 в позиции Y705 был понижен в лизатах печени мышей с отсутствием IL-27R.

Воспалительная реакция сопровождается накоплением нейтрофилов и других иммунных клеток [16]. Мы обнаружили снижение количества нейтрофилов в печени у нокаутных мышей Il27ra^-/- по сравнению с контрольной группой мышей Il27ra^+/-. Эти данные полностью коррелируют со снижением частоты развития ГЦК у таких мышей.

Следующая фаза воспаления - репарация. В этом процессе также задействовано множество иммунных клеток, в частности альтернативно активированные макрофаги. Накопление либо повышенная экспрессия у них противовоспалительных генов коррелирует с процессом репарации [24]. Мы обнаружили повышенный уровень экспрессии генов, экспрессируемых альтернативно активированными макрофагами. Таким образом, наши данные указывают на регуляторную роль ИЛ-27 во время репарации печени после повреждения, вызванного DEN.

Заключение

Полученные результаты показали, что сигналинг ИЛ-27 оказывает влияние на воспаление, вызванное введением DEN, в частности на уровни апоптоза и пролиферации гепатоцитов, накопление нейтрофилов и репарацию печени, что может быть использовано для оценки прогноза развития ГЦК путем определения уровня ИЛ-27 после повреждающего воздействия на печень.

Литература

1. Machado M.V., Diehl A.M. Pathogenesis of Nonalcoholic Steatohepatitis. Gastroenterology. 2016; 150 (8): 1769-77. DOI: https://doi.org/10.1053/j.gastro.2016.02.066

2. Jemal A., Ward E.M., Johnson C.J., Cronin K.A., Ma J., Ryerson B., Mariotto A., Lake A.J., Wilson R., Sherman R.L., Anderson R.N., Henley S.J., Kohler B.A., Penberthy L., Feuer E.J., Weir H.K. Annual Report to the Nation on the Status of Cancer, 1975-2014, Featuring Survival. J. Natl. Cancer Inst. 2017; 109 (9): djx030. DOI: https://doi.org/10.1093/jnci/djx030

3. Tu S., Bhagat G., Cui G., Takaishi S., Kurt-Jones E.A., Rickman B., Betz K.S., Penz-Oesterreicher M., Bjorkdahl O., Fox J.G., Wang T.C. Overexpression of interleukin-1beta induces gastric inflammation and cancer and mobilizes myeloid-derived suppressor cells in mice. Cancer Cell. 2008; 14 (5): 408-19. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ccr.2008.10.011

4. Yoshida H., Miyazaki Y. Regulation of immune responses by interleukin-27. Immunol. Rev. 2008; 226: 234-47. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1600-065X.2008.00710.x

5. Агаев Т., Титерина Е.К., Хорева М.В., Ганковская Л.В. Роль цитокинов при гепатоцеллюлярной карциноме. Медицинская иммунология, 2022; 24 (5): 889-902. DOI: https://doi.org/10.15789/1563-0625-roc-2512

6. Yoshida H., Hunter C.A. The immunobiology of interleukin-27. Annu. Rev. Immunol. 2015; 33: 417-43. DOI: https://doi.org/10.1146/annurev-immunol-032414-112134

7. Gao B., Wang H., Lafdil F., Feng D. STAT proteins - key regulators of anti-viral responses, inflammation, and tumorigenesis in the liver. J. Hepatol. 2012; 57 (2): 430-41. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jhep.2012.01.029

8. Nozaki Y., Hikita H., Tanaka S., Fukumoto K., Urabe M., Sato K., Myojin Y., Doi A., Murai K., Sakane S., Saito Y., Kodama T., Sakamori R., Tatsumi T., Takehara T. Persistent hepatocyte apoptosis promotes tumorigenesis from diethylnitrosamine-transformed hepatocytes through increased oxidative stress, independent of compensatory liver regeneration. Sci. Rep. 2021; 11 (1): 3363. DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-021-83082-7

9. Hirase T., Hara H., Miyazaki Y., Ide N., Nishimoto-Hazuku A., Fujimoto H., Saris C.J., Yoshida H., Node K. Interleukin 27 inhibits atherosclerosis via immunoregulation of macrophages in mice. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2013; 305 (3): H420-9. DOI: https://doi.org/10.1152/ajpheart.00198.2013

10. Koltsova E.K., Kim G., Lloyd K.M., Saris C.J., von Vietinghoff S., Kronenberg M., Ley K. Interleukin-27 receptor limits atherosclerosis in Ldlr-/- mice. Circ. Res. 2012; 111 (10): 1274-85. DOI: https://doi.org/10.1161/circresaha.112.277525

11. Sasaoka T., Ito M., Yamashita J., Nakajima K., Tanaka I., Narita M., Hara Y., Hada K., Takahashi M., Ohno Y., Matsuo T., Kaneshiro Y., Tanaka H., Kaneko K. Treatment with IL-27 attenuates experimental colitis through the suppression of the development of IL-17-producing T helper cells. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 2011; 300 (4): G568-76. DOI: https://doi.org/10.1152/ajpgi.00329.2010

12. Aghayev T., Mazitova A.M., Fang J.R., Peshkova I.O., Rausch M., Hung M., White K.F., Masia R., Titerina E.K., Fatkhullina A.R., Cousineau I., Turcotte S., Zhigarev D., Marchenko A., Khoziainova S., Makhov P., Tan Y.F., Kossenkov A.V., Wiest D.L., Stagg J., Wang X.W., Campbell K.S., Dzutsev A.K., Trinchieri G., Hill J.A., Grivennikov S.I., Koltsova E.K. IL-27 Signaling Serves as an Immunologic Checkpoint for Innate Cytotoxic Cells to Promote Hepatocellular Carcinoma. Cancer Discov. 2022; 12 (8): 1960-83. DOI: https://doi.org/10.1158/2159-8290.CD-20-1628

13. Caveney N.A., Glassman C.R., Jude K.M., Tsutsumi N., Garcia K.C. Structure of the IL-27 quaternary receptor signaling complex. Elife. 2022; 11: e78463. DOI: https://doi.org/10.7554/eLife.78463

14. Ringelhan M., Pfister D., O’Connor T., Pikarsky E., Heikenwalder M. The immunology of hepatocellular carcinoma. Nat. Immunol. 2018; 19 (3): 222-32. DOI: https://doi.org/10.1038/s41590-018-0044-z

15. Chen G., Wang H., Xie S., Ma J., Wang G. STAT1 negatively regulates hepatocellular carcinoma cell proliferation. Oncol. Rep. 2013; 29 (6): 2303-10. DOI: https://doi.org/10.3892/or.2013.2398

16. de Oliveira S., Rosowski E.E., Huttenlocher A. Neutrophil migration in infection and wound repair: going forward in reverse. Nat. Rev. Immunol. 2016; 16 (6): 378-91. DOI: https://doi.org/10.1038/nri.2016.49

17. Tolba R., Kraus T., Liedtke C., Schwarz M., Weiskirchen R. Diethylnitrosamine (DEN)-induced carcinogenic liver injury in mice. Lab. Anim. 2015; 49 (1 Suppl): 59-69. DOI: https://doi.org/10.1177/0023677215570086

18. Prasse A., Germann M., Pechkovsky D.V., Markert A., Verres T., Stahl M., Melchers I., Luttmann W., Müller-Quernheim J., Zissel G. IL-10-producing monocytes differentiate to alternatively activated macrophages and are increased in atopic patients. J. Allergy Clin. Immunol. 2007; 119 (2): 464-71. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jaci.2006.09.030

19. Rios de la Rosa J.M., Tirella A., Gennari A., Stratford I.J., Tirelli N. The CD44-Mediated Uptake of Hyaluronic Acid-Based Carriers in Macrophages. Adv. Healthc. Mater. 2017; 6 (4). DOI: https://doi.org/10.1002/adhm.201601012

20. Peshkova I.O., Aghayev T., Fatkhullina A.R., Makhov P., Titerina E.K., Eguchi S., Tan Y.F., Kossenkov A.V., Khoreva M.V., Gankovskaya L.V., Sykes S.M., Koltsova E.K. IL-27 receptor-regulated stress myelopoiesis drives abdominal aortic aneurysm development. Nat. Commun. 2019; 10 (1): 5046. DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-019-13017-4

21. Богданова И.М., Болтовская М.Н., Рахмилевич А.Л., Артемьева К.А. Ключевая роль опухоль-ассоциированных макрофагов в прогрессировании и метастазировании опухолей. Иммунология. 2019; 40 (4): 41-7. DOI: https://doi.org/10.24411/0206-4952-2019-14005

22. Stumhofer J.S., Laurence A., Wilson E.H., Huang E., Tato C.M., Johnson L.M., Villarino A.V., Huang Q., Yoshimura A., Sehy D., Saris C.J., O’Shea J.J., Hennighausen L., Ernst M., Hunter C.A. Interleukin 27 negatively regulates the development of interleukin 17-producing T helper cells during chronic inflammation of the central nervous system. Nat. Immunol. 2006; 7 (9): 937-45. DOI: https://doi.org/10.1038/ni1376

23. Пешкова Ю.О., Хорева М.В., Ганковская Л.В., Кольцова Е.К. Анализ количества и функциональной активности Т-клеток в аневризме брюшной аорты у мышей с отсутствием рецептора ИЛ-27. Иммунология. 2022; 43 (1): 44-53. DOI: https://doi.org/10.33029/0206-4952-2022-43-1-44-53

24. Starkey Lewis P., Campana L., Aleksieva N., Cartwright J.A., Mackinnon A., O’Duibhir E., Kendall T., Vermeren M., Thomson A., Gadd V., Dwyer B., Aird R., Man T.Y., Rossi A.G., Forrester L., Park B.K., Forbes S.J. Alternatively activated macrophages promote resolution of necrosis following acute liver injury. J. Hepatol. 2020; 73 (2): 349-60. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jhep.2020.02.031

Материалы данного сайта распространяются на условиях лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License («Атрибуция - Всемирная»)