Количественная и качественная характеристика стареющих мононуклеарных клеток крови у пациентов с атопическим дерматитом

• Масютина Анна Михайловна
• Есипова Дарья Дмитриевна
• Елисютина Ольга Гурьевна
• Гребенченко Елена Игоревна
• Пащенков Михаил Владимирович
• Пинегин Борис Владимирович

Резюме

Введение. Под клеточным старением понимают необратимую утрату клетками способности пролиферировать, вызванную стрессовыми воздействиям. Накопление стареющих клеток описано при различных воспалительных заболеваниях и может быть как следствием воспаления, так и способствовать его поддержанию, что обусловлено повышенной продукцией провоспалительных цитокинов стареющими клетками.

Цель исследования - провести количественную и качественную оценку стареющих субпопуляций мононуклеарных клеток (МНК) крови у пациентов с хроническим воспалительным заболеванием кожи - атопическим дерматитом.

Материал и методы. МНК крови выделяли из гепаринизированной венозной крови пациентов и здоровых доноров в градиенте плотности фиколла. Для выявления стареющих клеток МНК окрашивали конъюгатами антител к поверхностным маркерам (CD3, CD56, CD14, CD19) и к внутриклеточным белкам - маркерам клеточного старения (p21^WAF1/CIP1, р16^INK4A), после чего анализировали методом проточной цитометрии. Активность β-галактозидазы, ассоциированной со старением, оценивали с помощью проточной цитометрии после инкубации клеток со специфическим флуорогенным субстратом. Уровень ИЛ-6 в плазме крови оценивали методом иммуноферментного анализа.

Результаты. Стареющие клетки с фенотипом p21⁺p16⁺ были обнаружены во всех исследованных субпопуляциях МНК периферической крови как у здоровых доноров, так и у пациентов. В субпопуляции CD3⁺CD56⁺-Т-клеток у пациентов число стареющих клеток было достоверно повышено по сравнению с одноименной субпопуляцией у здоровых доноров. Активность β-галактозидазы, ассоциированной со старением, в субпопуляциях моноцитов, Т- и НК-клеток у пациентов коррелировала со степенью тяжести заболевания. В группе пациентов с атопическим дерматитом была выявлена умеренная положительная корреляция уровней ИЛ-6 в плазме с возрастом, которая отсутствовала в группе здоровых доноров.

Заключение. Впервые проведена количественная оценка стареющих клеток среди МНК крови у пациентов с атопическим дерматитом. Выявлено повышенное содержание стареющих клеток в субпопуляции CD3⁺CD56⁺-Т-клеток у пациентов по сравнению со здоровыми донорами.

Ключевые слова: клеточное старение; стареющие клетки; иммуностарение; Т-клетки; атопический дерматит

Введение

Атопический дерматит (АтД) - это мультифакторное генетически детерминированное воспалительное заболевание кожи, характеризующееся зудом, хроническим рецидивирующим течением, возрастными особенностями локализации и морфологии очагов поражения, а также снижением качества жизни пациентов [1]. АтД в России страдают около 4 % населения [1]. Дебют заболевания чаще всего приходится на детский возраст, однако случаи возникновения АтД у взрослых также известны [2]. Патогенез АтД сложен, обусловлен влиянием факторов окружающей среды [3] и генетических особенностей [4]. Одним из доказанных факторов генетической предрасположенности к АтД являются мутации в гене филаггрина, ведущие к нарушению барьерной функции кожи по отношению к аллергенам и микроорганизмам [5]. Функционирование эпидермального барьера также может быть нарушено из-за изменения содержания церамидов, препятствующих потере воды, в корнеоцитах, составляющих роговой слой кожи [6, 7]. Повышенная проницаемость эпидермального барьера облегчает доступ аллергенов и патогенов в более глубокие слои кожи, что приводит к развитию воспалительного иммунного ответа по Th2-типу с продукцией цитокинов ИЛ-4, -5, -13, а также выработкой IgE [8]. По мере присоединения бактериального инфицирования кожи происходит переключение иммунного ответа с Th2-типа на Th1 и Th17.

Клеточное старение - один из фундаментальных биологических процессов, заключающийся в необратимой стресс-индуцированной остановке клеточного цикла клеток, в норме способных к делению. Основные причины старения клеток и свойства стареющих клеток были рассмотрены нами ранее [9]. Клеточное старение в норме защищает организм от вирусных инфекций и опухолевой трансформации [9], участвует в эмбриогенезе и заживлении ран [10]. Запуск программы старения может происходить в ответ на повреждение ДНК, экспрессию онкогенов, а также при критическом укорочении теломер вследствие большого числа делений, пройденных клеткой.

Многие инфекционные и воспалительные заболевания сопровождаются накоплением стареющих клеток [11-14]. Одной из причин этого является провос­палительное микроокружение, создающее в клетках состояние оксидативного стресса, приводящего к повреждению ДНК. Причиной старения Т-клеток при инфекционно-воспалительных заболеваниях является их избыточная пролиферативная активность, вызванная длительной стимуляцией антигеном [15, 16]. Избыток стареющих клеток, в свою очередь, оказывает негативное влияние на течение воспалительного процесса, что обусловлено так называемым секреторным фенотипом, ассоциированным со старением (СФАС) [17, 18]. Под этим термином понимают повышенную продукцию ряда провоспалительных медиаторов и ростовых факторов стареющими клетками по сравнению с "молодыми" клетками того же типа [19]. Компоненты СФАС могут вызывать вторичное паракринное старение в соседних клетках, что может приводить к дальнейшему накоплению стареющих клеток, хронизации воспалительного процесса, снижению функциональных возможностей тканей и органов.

В литературе нет данных о численности стареющих клеток при АтД - одном из основных воспалительных заболеваний кожи. В данной работе мы впервые сопоставили содержание стареющих мононуклеарных клеток (МНК) в периферической венозной крови здоровых доноров и пациентов со среднетяжелым и тяжелым течением АтД. Стареющими считали клетки, одновременно экспрессирующие 2 маркера клеточного старения: белки p21^WAF1/CIP1 и р16^INK4A (далее p21 и p16), играющие ключевую роль в остановке клеточного цикла. В качестве дополнительного маркера клеточного старения [20] в МНК оценивали активность β-галактозидазы, ассоциированной со старением. В плазме крови определяли уровень ИЛ-6 - одного из ключевых компонентов СФАС.

Материал и методы

Характеристика пациентов и здоровых доноров. Были обследованы 17 пациентов со среднетяжелой и тяжелой формой АтД от 18 лет до 51 года, наблюдавшихся на базе отделения аллергологии и иммунопатологии кожи клиники ФГБУ "ГНЦ Институт иммунологии" ФМБА России. Диагноз "атопический дерматит" был поставлен в соответствии с международными и отечественными клиническими рекомендациями. Все пациенты были исследованы в стадии обострения. Группу сравнения составили 17 здоровых доноров. Группы не различались по возрасту и полу (табл. 1).

Исследование было одобрено локальным комитетом по этике ФГБУ "ГНЦ Институт иммунологии" ФМБА России (протокол № 6 от 21.06.2023). Все пациенты и здоровые доноры дали информированное согласие на участие в исследовании. Критерии невключения в исследование: 1) ремиссия АтД; 2) беременность; 3) наличие на момент исследования других активных форм воспалительных заболеваний кожи, кроме АтД; 4) наличие острого или хронического инфекционного, аутоиммунного, онкологического заболевания в стадии обострения, а также тяжелых сопутствующих сердечно-сосудистых, эндокринных, иммунологических, неврологических, нейровоспалительных и других заболеваний, которые требуют применения системной противовоспалительной терапии; 5) применение системных препаратов для лечения АтД и сопутствующих заболеваний, включая системные кортикостероиды (менее чем за 4 нед до исследования), циклоспорин (менее чем за 4 нед до исследования), ингибиторы Janus-киназ (менее чем за 8 нед до исследования), антибактериальные, антимикотические и противовирусные препараты (менее чем за 4 нед до исследования); 6) применение терапии генно-инженерным препаратом дупилумаб в любой период времени; 7) обширное хирургическое вмешательство, потеря или переливание крови за период менее 2 мес до момента исследования.

Реактивы. Конъюгаты мышиных моноклональных антител к поверхностным маркерам CD3 (APC-Cy7) и CD19 (APC-Cy7) были закуплены у Exbio (Чехия), к CD56 (PC5) - у Beckman Coulter (Франция), к CD14 (PerCP/Cyanine5.5) - у Elabscience (Китай). Конъюгаты кроличьих моноклональных антител к внутриклеточным белкам p16 (PE) и p21 (Alexa Fluor 488) были закуплены у Abcam (Великобритания), субстрат β-галактозидазы 9H-(1,3-дихлоро-9,9-диметилакридин-2-он-7-ил)-β-D-галактопиранозид (ДДАО-галактозид) - у Invitrogen (США), бафиломицин А1 - у Macklin (Китай).

Выделение МНК крови. У всех обследуемых получали образцы гепаринизированной венозной крови. Чтобы отделить плазму, кровь центрифугировали 3 мин при 400 g, 1 мл плазмы отбирали и замораживали при -70 °С для дальнейшего определения уровня ИЛ-6. МНК выделяли из крови с помощью центрифугирования на градиенте плотности фиколла (Панэко, Россия). Полученные клетки подсчитывали с трипановым синим в камере Горяева и отбирали для дальнейших инкубаций по 500 тыс. клеток в отдельные титер-трубки.

Фенотипический анализ МНК. Для каждого донора и пациента были подготовлены следующие образцы: клетки, окрашенные только антителами к поверхностным маркерам (CD3/CD56 или CD14/CD19); клетки, окрашенные антителами к поверхностным маркерам и к внутриклеточным белкам (p21, р16); клетки, окрашенные антителами к поверхностным маркерам и внутриклеточным белкам после предварительной инкубации с ДДАО-галактозидом. Аликвоты мононуклеарных клеток ресуспендировали в PBS c 0,5 % BSA и инкубировали в течение 5 мин при комнатной температуре (КТ) для блокировки неспецифического связывания. Далее МНК окрашивали флуоресцентно меченными моноклональными антителами к поверхностным маркерам (20 мин, 4 °C), после чего отмывали и фиксировали 4 % параформальдегидом в течение 20 мин при 4 °С.

Для пермеабилизации поверхностных мембран использовали 0,1 % раствор сапонина. Неспецифическое связывание антител к внутриклеточным белкам блокировали инкубацией с 10 % сывороткой кролика в течение 15 мин. Далее вносили кроличьи антитела к p16 и p21 и инкубировали образцы в течение 40 мин при комнатной температуре в темноте. После необходимых отмывок клетки анализировали на проточном цитофлуориметре BD FACSCanto II (BD Biosciences, США) с использованием программного обеспечения FACS DIVA (BD Biosciences, США). Для каждого образца записывали по 200 тыс. МНК. Полученные данные анализировали в программе FlowJo VX. Гейтирование субпопуляций МНК проиллюстрировано на рис. 1.

Оценка активности β-галактозидазы, ассоциированной со старением. МНК инкубировали с субстратом ДДАО-галактозидом (20 мкМ) в присутствии бафиломицина А1 (0,1 мкМ) в среде RPMI-1640 (Capricorn Scientific, ФРГ) с добавлением 2-мМ L-глутамина и 10 % фетальной телячьей сыворотки (Biowest, США) в течение 2 ч в темноте в CO₂-инкубаторе [21], затем приступали к окрашиванию клеток антителами к поверхностным маркерам и внутриклеточным белкам. При цитометрическом анализе на приборе FACSCanto II сигнал продукта расщепления ДДАО-галактозида регистрировали в канале APC. Активность β-галактозидазы, ассоциированной со старением, рассчитывали как разность геометрических средних интенсивностей флуоресценции клеток, инкубированных с субстратом и без субстрата (фоновое свечение).

Иммуноферментный анализ (ИФА). Уровень ИЛ-6 в плазме крови пациентов и здоровых доноров определяли с помощью тест-системы Интерлейкин-6-ИФА-БЕСТ ("Вектор-Бест", Новосибирск) в соответствии с инструкцией производителя.

Статистическая обработка данных. Статистическую обработку полученных данных проводили в программе GraphPad Prism (GraphPad Software, США). Для анализа данных были использованы непараметричес­кие тесты: критерий Манна-Уитни для сравнения между группами здоровых доноров и пациентов, критерий Вилкоксона для сравнения парных значений внутри групп пациентов или здоровых доноров. Точный тест Фишера использовали для оценки различий по полу между выборками пациентов и доноров.

Результаты

Содержание клеток с фенотипом p21⁺p16⁺ в субпопуляциях МНК

В данном исследовании стареющими считали клетки, коэкспрессирующие p21 и р16 (р21⁺р16⁺). Такие клетки были выявлены в каждой из исследованных субпопуляций МНК как у здоровых доноров, так и у пациентов с АтД (рис. 2А). Содержание стареющих клеток в субпопуляциях МНК различалось: наибольшее значение было отмечено для моноцитов (медианное значение для доноров и пациентов составило 1,74 и 2,6 % соответственно), наименьшее - для CD56^--Т-клеток (рис. 2А).

Данные по Т-клеткам представлены в большем разрешении на рис. 2Б. Процентное содержание p21⁺p16⁺-клеток в субпопуляции CD56⁺-Т-клеток у пациентов было в 4 раза выше, чем у здоровых доноров (медиана 0,16 против 0,04 %, p = 0,0219). Для субпопуляции CD56^--Т-клеток достоверного различия в содержании стареющих клеток у пациентов и доноров не выявлено. Кроме того, у пациентов с АтД содержание стареющих клеток среди CD56⁺-Т-клеток было достоверно выше, чем среди CD56^--Т-клеток (медиана 0,16 % против 0,017 %, p < 0,0001), тогда как у доноров различие между аналогичными показателями не было статистически достоверным. Содержание самих CD56⁺-Т-клеток среди всех МНК у здоровых доноров и пациентов не различалось (рис. 2В). Достоверных различий между пациентами и донорами в процентном содержании стареющих клеток в других субпопуляциях МНК не выявлено.

Активность β-галактозидазы, ассоциированной со старением, в субпопуляциях МНК

Лизосомальная β-галактозидаза, ассоциированная со старением, - один из первых описанных маркеров стареющих клеток [22]. Данная изоформа фермента характеризуется более высоким оптимумом рН, чем β-галактозидаза нормальных клеток (6,0 и 4,0, соответственно). Поэтому активность β-галактозидазы, ассоциированной со старением, оценивали в присутствии бафиломицина А1, препятствующего закислению лизосом [23]. Флуоресценцию продукта расщепления субстрата ДДАО-галактозида регистрировали в канале аллофикоцианина (APC). Активность β-галактозидазы, ассоциированной со старением, была обнаружена во всех исследованных субпопуляциях МНК как у здоровых доноров, так и у пациентов с АтД (рис. 3А, Б). Как и в случае p21⁺p16⁺-клеток, наибольшая активность отмечалась в субпопуляции моноцитов, промежуточная - в B- и НК-клетках, наименьшая - в субпопуляциях Т-клеток. Достоверных различий активности β-галактозидазы, ассоциированной со старением, в одноименных субпопуляциях МНК пациентов и доноров не выявлено. Однако у пациентов активность фермента в субпопуляции CD3⁺CD56⁺-Т-клеток была выше, чем в субпопуляции CD3⁺CD56^--Т-клеток (медианные значения составили 582 и 656 соответственно, p = 0,0182 в тесте Вилкоксона; см. рис. 3Б), тогда как у доноров достоверных различий между этими показателями не обнаружено.

Также выявлена сильная положительная корреляция активности β-галактозидазы и содержания стареющих клеток с фенотипом p21⁺p16⁺ для субпопуляции моноцитов (коэффициент корреляции Спирмена r = 0,6941, p = 0,0037) и умеренная положительная корреляция для субпопуляции В-клеток (коэффициент корреляции Спирмена r = 0,5618, p = 0,0257). Интересно, что для субпопуляции НК-клеток была выявлена сильная отрицательная корреляция данных параметров (коэффициент корреляции Спирмена r = -0,7903, p = 0,0004).

Уровни ИЛ-6 в плазме крови здоровых доноров и пациентов

Интерлейкин(ИЛ)-6 - провоспалительный цитокин, один из основных компонентов СФАС [24, 25]. Достоверного различия между уровнем ИЛ-6 в плазме пациентов с АтД и здоровых доноров не выявлено (рис. 4А). Однако в группе пациентов обнаружена умеренная корреляция между уровнями ИЛ-6 в плазме и возрастом пациентов (коэффициент корреляции Спирмена r = 0,5723, p = 0,0290; рис. 4Б). Для здоровых доноров такая связь не прослеживалась (коэффициент корреляции Спирмена r = -0,3379, p = 0,2010).

Сопоставление содержания стареющих клеток и клинических параметров у пациентов

Для каждого пациента был известен индекс SCORAD, который позволяет оценить тяжесть заболевания и учесть субъективные симптомы. Выявлена умеренная положительная корреляция между процентным содержанием стареющих p21⁺p16⁺-клеток в популяции CD19⁺-В-клеток и индексом SCORAD (r = 0,5227, p = 0,0331). Также выявлены умеренные положительные корреляции между активностью β-галактозидазы и индексом SCORAD для моноцитов (r = 0,5313, p = 0,0362), CD56^--Т-клеток (r = 0,5313, p = 0,0362), CD56⁺-Т-клеток (r = 0,5077, p = 0,0466) и НК-клеток (r = 0,5342, p = 0,0351). Для других популяций достоверной связи с какими-либо клиническими показателями не выявлено.

Обсуждение

Накопление стареющих клеток описано при различных инфекционных и воспалительных заболеваниях, в том числе среди клеток иммунной системы [26]. Процессы клеточного старения исследованы при псориазе - аутоиммунном заболевании, характеризующемся хроническим воспалением кожи. Кератиноциты супрабазального слоя эпидермиса у пациентов с псориазом демонстрируют устойчивость к апоптозу, секретируют провоспалительные цитокины, экспрессируют маркеры старения [27]. Также в коже пациентов с псориазом происходит накопление CD4⁺-Т-клеток с повышенной экспрессией p16 и p21 [28].

У пожилых пациентов с бронхиальной астмой - другим Th2-опосредованным хроническим заболеванием - отмечается увеличенное содержание стареющих клеток (экспрессирующих фосфо-p53, p21 и компоненты СФАС) в ткани легких по сравнению со здоровыми людьми той же возрастной группы [29]. Укорочение теломер, которое может являться одним из признаков репликативного старения, наблюдается в МНК периферической крови у пациентов с астмой по сравнению со здоровыми людьми [30]. Мы предположили, что накопление стареющих клеток может происходить и при АтД - хроническом воспалительном заболевании кожи. Изучение стареющих субпопуляций МНК периферической крови являлось простым и доступным способом положить начало исследованию влияния АтД на процессы старения клеток. Поскольку численность стареющих клеток иммунной системы, особенно Т-клеток, увеличивается с возрастом [20, 31], мы ограничили свое исследование сравнительно узкими возрастными рамками, а также использовали группу сравнения, возраст которой не отличался от возраста пациентов (табл. 1).

Стареющие клетки, экспрессирующие одновременно p21 и р16, были выявлены во всех субпопуляциях МНК как у здоровых доноров, так и у пациентов, однако составляли очень небольшую часть каждой исследованной субпопуляции (см. рис. 2). Достоверное различие в содержании стареющих клеток между здоровыми донорами и пациентами было обнаружено только для субпопуляции Т-клеток, экспрессирующей маркер НК-клеток CD56 (CD3⁺CD56⁺). Субпопуляция CD3⁺CD56⁺-Т-клеток образована в основном CD8⁺-Т-лимфоцитами с высокой цитотоксической активностью.

По данным литературы, приобретение Т-клетками маркеров НК-клеток часто сопряжено с появлением маркеров старения: экспрессией белков p16 и p21, поверхностного маркера CD57, утратой костимуляторной молекулы CD28 [32]. Утрата CD28 отмечается при репликативном старении Т-клеток, которое может происходить не только in vitro в культуре клеток [33], но и in vivo при состояниях, сопряженных с персистенцией антигенов [34]. Таким образом, наши данные по увеличению содержания стареющих p16⁺p21⁺-клеток именно в субпопуляции CD3⁺CD56⁺-Т-лимфоцитов у пациентов с АтД согласуются с данными литературы.

Другим показателем клеточного старения является активность β-галактозидазы лизосом, ассоциированной со старением. В субпопуляциях CD4⁺- и CD8⁺-Т-клеток у здоровых людей в возрасте 60 лет активность этого фермента достоверно выше, чем в одноименных субпопуляциях у молодых людей в возрасте 20 лет, тогда как для моноцитов, НК- и B-клеток такие различия не выявляются [20]. Т-клетки с высокой β-галактозидазной активностью характеризуются повышенной экспрессией р16 и p21, сниженной пролиферативной активностью [20]. Нами была показана достоверно большая активность β-галактозидазы, ассоциированной со старением, в популяции CD3⁺CD56⁺-Т-клеток по сравнению с CD3⁺CD56^--Т-клетками у пациентов (см. рис. 3Б), что указывает на более сенесцентный фенотип CD56⁺-Т-клеток у пациентов и согласуется с результатами оценки экспрессии p16 и p21.

Выводы

1. Стареющие клетки присутствуют во всех популяциях МНК периферической крови как у здоровых доноров, так и у пациентов с АтД.

2. Содержание стареющих клеток с фенотипом p21⁺p16⁺ в субпопуляции CD3⁺CD56⁺-Т-клеток у пациентов с АтД достоверно больше, чем в одноименной субпопуляции у здоровых доноров. Содержание стареющих клеток с данным фенотипом в субпопуляциях моноцитов, НК-, B- и CD3⁺CD56^--Т-клеток у пациентов и доноров сопоставимо.

3. Активность β-галактозидазы, ассоциированной со старением, в субпопуляциях моноцитов, Т- и НК-клеток у пациентов коррелирует со степенью тяжести заболевания.

Литература

1. Российское общество дерматовенерологов и косметологов; Российская ассоциация аллергологов и клинических иммунологов; Союз педиатров России. Атопический дерматит: Клинические рекомендации. 2023. URL: https://raaci.ru/education/clinic_recomendations/100.html

2. Sacotte R., Silverberg J.I. Epidemiology of adult atopic dermatitis. Clin. Dermatol. 2018; 36 (5): 595-605. DOI: https://doi.org/10.1016/j.clindermatol.2018.05.007

3. Bonamonte D., Filoni A., Vestita M., Romita P., Foti C., Angelini G. The role of the environmental risk factors in the pathogenesis and clinical outcome of atopic dermatitis. Biomed. Res. Int. 2019; 2019 (Apr): 1-11. DOI: https://doi.org/10.1155/2019/2450605

4. Ravn N.H., Halling A.S., Berkowitz A.G., Rinnov M.R., Silverberg J.I., Egeberg A., Thyssen J.P. How does parental history of atopic disease predict the risk of atopic dermatitis in a child? A systematic review and meta-analysis. J. Allergy Clin. Immunol. 2020; 145 (4): 1182-93. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jaci.2019.12.899

5. Palmer C.N.A., Irvine A.D., Terron-Kwiatkowski A., Zhao Y., Liao H., Lee S.P., Goudie D.R., Sandilands A., Campbell L.E., Smith F.J.D., O’Regan G.M., Watson R.M., Cecil J.E., Bale S.J., Compton J.G., DiGiovanna J.J., Fleckman P., Lewis-Jones S., Arseculeratne G., Sergeant A., Munro C.S., Houate B. El, McElreavey K., Halkjaer L.B., Bisgaard H., Mukhopadhyay S., McLean W.H.I. Common loss-of-function variants of the epidermal barrier protein filaggrin are a major predisposing factor for atopic dermatitis. Nat. Genet. 2006; 38 (4): 441-6. DOI: https://doi.org/10.1038/ng1767

6. Fujii M. The pathogenic and therapeutic implications of ceramide abnormalities in atopic dermatitis. Cells. 2021; 10 (9): 2386. DOI: https://doi.org/10.3390/cells10092386

7. Nardo A. Di, Wertz P., Giannetti A., Seidenari S. Ceramide and cholesterol composition of the skin of patients with atopic dermatitis. Acta. Derm. Venereol. 1998; 78 (1): 27-30. DOI: https://doi.org/10.1080/00015559850135788

8. Gascan H., Gauchat J.F., Roncarolo M.G., Yssel H., Spits H., Vries J.E. De. Human B cell clones can be induced to proliferate and to switch to IgE and IgG4 synthesis by interleukin 4 and a signal provided by activated CD4⁺ T cell clones. J. Exp. Med. 1991; 173 (3): 747-50. DOI: https://doi.org/10.1084/JEM.173.3.747

9. Масютина А.М., Пащенков М.В., Пинегин Б.В. Клеточное старение: механизмы и клиническое значение. Иммунология 2024; 45 (2): 221-34. DOI: https://doi.org/10.33029/1816-2134-2024-45-2-221-234

10. Demaria M., Ohtani N., Youssef S.A., Rodier F., Toussaint W., Mitchell J.R., Laberge R.-M.M., Vijg J., Steeg H. Van, Dollé M.E.T., Hoeijmakers J.H.J., Bruin A. de, Hara E., Campisi J., VanSteeg H., Dollé M.E.T., Hoeijmakers J.H.J., deBruin A., Hara E., Campisi J. An essential role for senescent cells in optimal wound healing through secretion of PDGF-AA. Dev. Cell. 2014; 31 (6): 722-33. DOI: https://doi.org/10.1016/j.devcel.2014.11.012

11. Tripathi U., Nchioua R., Prata L.G.P.L., Zhu Y., Gerdes E.O.W., Giorgadze N., Pirtskhalava T., Parker E., Xue A., Espindola-Netto J.M., Stenger S., Robbins P.D., Niedernhofer L.J., Dickinson S.L., Allison D.B., Kirchhoff F., Sparrer K.M.J., Tchkonia T., Kirkland J.L. SARS-CoV-2 causes senescence in human cells and exacerbates the senescence-associated secretory phenotype through TLR-3. Aging (Albany NY). 2021; 13 (18): 21838-54. DOI: https://doi.org/10.18632/aging.203560

12. Lee S., Yu Y., Trimpert J., Benthani F., Mairhofer M., Richter-Pechanska P., Wyler E., Belenki D., Kaltenbrunner S., Pammer M., Kausche L., Firsching T., Dietert K., Schotsaert M., Martínez-Romero C., Singh G., Kunz S., Niemeyer D., Ghanem R., Salzer H. F.D., Lee S., Yu Y., Trimpert J., Benthani F., Mairhofer M., Richter-Pechanska P., Wyler E., Belenki D., Kaltenbrunner S., Pammer M., Kausche L., Firsching T.C., Dietert K., Schotsaert M., Martínez-Romero C., Singh G., Kunz S., Niemeyer D., Ghanem R., Salzer H.J.F., Paar C., Mülleder M., Uccellini M., Michaelis E.G., Khan A., Lau A., Schönlein M., Habringer A., Tomasits J., Adler J.M., Kimeswenger S., Gruber A.D., Hoetzenecker W., Steinkellner H., Purfürst B., Motz R., Pierro F. Di, Lamprecht B., Osterrieder N., Landthaler M., Drosten C., García-Sastre A., Langer R., Ralser M., Eils R., Reimann M., Fan D.N.Y., Schmitt C.A. Virus-induced senescence is a driver and therapeutic target in COVID-19. Nature. 2021; 599 (7884): 283-9. DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-021-03995-1

13. Wandrer F., Han B., Liebig S., Schlue J., Manns M.P., Schulze-Osthoff K., Bantel H. Senescence mirrors the extent of liver fibrosis in chronic hepatitis C virus infection. Aliment Pharmacol. Ther. 2018; 48 (3): 270-80. DOI: https://doi.org/10.1111/apt.14802

14. Tachtatzis P.M., Marshall A., Aravinthan A., Verma S., Penrhyn-Lowe S., Mela M., Scarpini C., Davies S.E., Coleman N., Alexander G.J.M. Chronic hepatitis B virus infection: The relation between hepatitis B antigen expression, telomere length, senescence, inflammation and fibrosis. PLoS One. 2015; 10 (5): 1-17. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0127511

15. Effros R.B., Allsopp R., Chiu C., Hausner M.A., Hirji K., Wang L., Harley C.B., Villeponteau B., West M.D., Giorgi J. V. Shortened telomeres in the expanded CD28-CD8⁺ cell subset in HIV disease implicate replicative senescence in HIV pathogenesis. AIDS. 1996; 10 (8): F17-22. DOI: https://doi.org/10.1097/00002030-199607000-00001

16. Wikby A. Expansions of peripheral blood CD8 T-lymphocyte subpopulations and an association with cytomegalovirus seropositivity in the elderly: the Swedish NONA immune study. Exp. Gerontol. 2002; 37 (2-3): 445-53. DOI: https://doi.org/10.1016/S0531-5565(01)00212-1

17. Faust H.J., Zhang H., Han J., Wolf M.T., Jeon O.H., Sadtler K., Peña A.N., Chung L., Maestas D.R., Tam A.J., Pardoll D.M., Campisi J., Housseau F., Zhou D., Bingham C.O., Elisseeff J.H. IL-17 and immunologically induced senescence regulate response to injury in osteoarthritis. J. Clin. Invest. 2020; 130 (10): 5493-507. DOI: https://doi.org/10.1172/JCI134091

18. Acosta J.C., O’Loghlen A., Banito A., Guijarro M. V., Augert A., Raguz S., Fumagalli M., Costa M. Da, Brown C., Popov N., Takatsu Y., Melamed J., d’Adda di Fagagna F., Bernard D., Hernando E., Gil J. Chemokine signaling via the CXCR2 receptor reinforces senescence. Cell. 2008; 133 (6): 1006-18. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cell.2008.03.038

19. Acosta J., Banito A., Wuestefeld T., Georgilis A., Janich P., Morton J., Athineos D., Kang T., Lasitschka F., Andrulis M., Pascual G., Morris K., Khan S., Jin H., Dharmalingam G., Snijders A., Carroll T., Capper D., Pritchard C., Inman G., Longerich T. G.J. A complex secretory program orchestrated by the inflammasome controls paracrine senescence. Nat. Cell Biol. 2013; 15 (8): 978-90. DOI: https://doi.org/10.1038/ncb2784

20. Martínez-Zamudio R.I., Dewald H.K., Vasilopoulos T., Gittens-Williams L., Fitzgerald-Bocarsly P., Herbig U. Senescence-associated β-galactosidase reveals the abundance of senescent CD8⁺ T cells in aging humans. Aging Cell. 2021; 20 (5): e13344. DOI: https://doi.org/10.1111/acel.13344

21. Adewoye A.B., Tampakis D., Follenzi A., Stolzing A. Multiparameter flow cytometric detection and quantification of senescent cells in vitro. Biogerontology. 2020; 21 (6): 773-86. DOI: https://doi.org/10.1007/s10522-020-09893-9

22. Dimri G.P., Lee X., Basile G., Acosta M., Scott G., Roskelley C., Medrano E.E., Linskens M., Rubelj I., Pereira-Smith O., Peacocke M., Campisi J. A biomarker that identifies senescent human cells in culture and in aging skin in vivo. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 1995; 92 (20): 9363-7. DOI: https://doi.org/10.1073/pnas.92.20.9363

23. Mauvezin C., Neufeld T.P. Bafilomycin A1 disrupts autophagic flux by inhibiting both V-ATPase-dependent acidification and Ca-P60A/SERCA-dependent autophagosome-lysosome fusion. Autophagy. 2015; 11 (8): 1437-8. DOI: https://doi.org/10.1080/15548627.2015.1066957

24. Herbstein F., Sapochnik M., Attorresi A., Pollak C., Senin S., Gonilski-Pacin D., Ciancio del Giudice N., Fiz M., Elguero B., Fuertes M., Müller L., Theodoropoulou M., Pontel L.B., Arzt E. The SASP factor IL- 6 sustains cell- autonomous senescent cells via a cGAS- STING- NFκB intracrine senescent noncanonical pathway. Aging Cell. 2024; 23 (10): 1-16. DOI: https://doi.org/10.1111/acel.14258

25. Salech F., SanMartín C.D., Concha-Cerda J., Romero-Hernández E., Ponce D.P., Liabeuf G., Rogers N.K., Murgas P., Bruna B., More J., Behrens M.I. Senescence markers in peripheral blood mononuclear cells in amnestic mild cognitive impairment and Alzheimer’s disease. Int. J. Mol. Sci. 2022; 23 (16): 9387. DOI: https://doi.org/10.3390/ijms23169387

26. Khosla S., Farr J.N., Monroe D.G. Cellular senescence and the skeleton: pathophysiology and therapeutic implications. J. Clin. Invest. 2022; 132 (3): e154888. DOI: https://doi.org/10.1172/JCI154888

27. Mercurio L., Bailey J., Glick A.B., Dellambra E., Scarponi C., Pallotta S., Albanesi C., Madonna S. RAS-activated PI3K/AKT signaling sustains cellular senescence via P53/P21 axis in experimental models of psoriasis. J. Dermatol. Sci. 2024; 115 (1): 21-32. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jdermsci.2024.03.002

28. Zhu H., Jiang J., Yang M., Zhao M., He Z., Tang C., Song C., Zhao M., Akbar A.N., Reddy V., Pan W., Li S., Tan Y., Wu H., Lu Q. Topical application of a BCL-2 inhibitor ameliorates imiquimod-induced psoriasiform dermatitis by eliminating senescent cells. J. Dermatol. Sci. 2024; 115 (2): 54-63. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jdermsci.2024.06.002

29. Aghali A., Khalfaoui L., Lagnado A.B., Drake L.Y., Teske J.J., Pabelick C.M., Passos J.F., Prakash Y.S. Cellular senescence is increased in airway smooth muscle cells of elderly persons with asthma. Am. J. Physiol. Cell. Mol. Physiol. 2022; 323 (5): L558-68. DOI: https://doi.org/10.1152/ajplung.00146.2022

30. Lee E.Y., Lin J., Noth E.M., Hammond S.K., Nadeau K.C., Eisen E.A., Balmes J.R. Traffic-related air pollution and telomere length in children and adolescents living in Fresno, CA. J. Occup. Environ. Med. 2017; 59 (5): 446-52. DOI: https://doi.org/10.1097/JOM.0000000000000996

31. Liu Y., Sanoff H.K., Cho H., Burd C.E., Torrice C., Ibrahim J.G., Thomas N.E., Sharpless N.E. Expression of p16INK4a in peripheral blood T-cells is a biomarker of human aging. Aging Cell. 2009; 8 (4): 439-48. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1474-9726.2009.00489.x

32. Lemster B.H., Michel J.J., Montag D.T., Paat J.J., Studenski S.A., Newman A.B., Vallejo A.N. Induction of CD56 and TCR-independent activation of T cells with aging. J. Immunol. 2008; 180 (3): 1979-90. DOI: https://doi.org/10.4049/jimmunol.180.3.1979

33. Pawelec G., Sansom D., Rehbein A., Adibzadeh M., Beckman I. Decreased proliferative capacity and increased susceptibility to activation-induced cell death in late-passage human CD4⁺ TCR2⁺ cultured T cell clones. Exp. Gerontol. 1996; 31 (6): 655-68. DOI: https://doi.org/10.1016/S0531-5565(96)00097-6

34. Broadley I., Pera A., Morrow G., Davies K.A., Kern F. Expansions of cytotoxic CD4⁺CD28-T cells drive excess cardiovascular mortality in rheumatoid arthritis and other chronic inflammatory conditions and are triggered by CMV infection. Front. Immunol. 2017; 8 (MAR): 1-10. DOI: https://doi.org/10.3389/fimmu.2017.00195

Материалы данного сайта распространяются на условиях лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License («Атрибуция - Всемирная»)