Получение детоксифицированных производных липополисахаридов и их применение в качестве вакцинных и адъювантных препаратов

• Савин Андрей Павлович
• Смирнов Валерий Валерьевич
• Филатов Андрей Викторович
• Львов Вячеслав Леонидович
• Гудима Георгий Олегович
• Хаитов Муса Рахимович

Резюме

Введение. В связи с распространением антибиотикорезистентности становится актуальным поиск новых антибактериальных вакцин и адъювантов. Одно из перспективных направлений - создание иммунотропных препаратов на основе липополисахарида (ЛПС) грам-отрицательных бактерий, который является мощным иммуностимулятором и способствует выработке протективных антител. Однако клиническое применение ЛПС ограничено его крайне высокой токсичностью, которую можно снижать путем модификации структуры липида А. В настоящее время получены детоксифицированные ЛПС (д-ЛПС) и липиды А (д-ЛА), которые широко используются в вакцинных препаратах: д-ЛПС - в качестве активной субстанции, д-ЛА - в качестве адъюванта. Помимо этого, изучается возможность применения д-ЛПС и д-ЛА в роли встроенных адъювантов.

Строение и биологическая активность ЛПС грам-отрицательных бактерий. ЛПС построен из трех различных фрагментов: липида А, олигосахарида кора и О-специфического полисахарида. Углеводная часть ЛПС обеспечивает серологическую специфичность различных штаммов, липид А активирует расположенный на поверхности иммунокомпетентных клеток комплекс TLR4/MD-2. Биологическая активность липида А тесно связана с его структурой - при уменьшении числа остатков жирных кислот и фосфорной кислоты снижается токсичность ЛПС. Так, классический, высокотоксичный липид А E. coli построен из двух остатков глюкозамина, к которому присоединено 6 остатков жирных кислот и 2 остатка фосфорной кислоты.

Методы получения детоксифицированных липидов А. Получение д-ЛА включает два направления: удаление остатков жирных кислот при сохранении обоих остатков фосфорной кислоты или удаление фосфатной группы при сохранении состава жирных кислот. Оба подхода были успешно реализованы для получения клинически применимых д-ЛА - OM-174 (д-ЛА с 3 остатками жирных кислот и 2 остатками фосфорной кислоты) и MPL (д-ЛА с 6 остатками жирных кислот и 1 остатком фосфорной кислоты).

Методы получения детоксифицированных ЛПС. Получение д-ЛПС также включает удаление жирных кислот или остатков фосфорной кислоты различными методами: химическими, ферментативными и генно-инженерными.

Заключение. Таким образом, препараты на основе д-ЛПС и д-ЛА являются перспективной платформой для создания новых, высокоиммуногенных антибактериальных вакцин и других иммунотропных препаратов. Поскольку получение этих соединений сопряжено с рядом недостатков (длительность, дороговизна, токсичность применяемых реактивов), становится актуальной разработка новых методов получения д-ЛПС и д-ЛА.

Ключевые слова: липополисахарид; липид А; детоксификация; вакцины; адъюванты

Введение

В настоящее время почти половина всех смертельных исходов инфекционных заболеваний вызвана бактериальными патогенами; все большую опасность представляют антибиотикорезистентные бактерии, из-за которых ежегодно погибает 700 тыс. человек, к 2050 г. ежегодная смертность может достичь 10 млн [1]. Одним из направлений снижения антибиотикорезистентности является вакцинация населения. Для профилактики бактериальных инфекций используются различные типы вакцин, в том числе полисахаридные и конъюгированные полисахарид-белковые. Полисахаридные вакцины содержат в своем составе один или несколько бактериальных капсульных полисахаридов (КПС), вызывают выработку протективных антител и обладают отличной биосовместимостью. Однако исследования показали, что полисахаридные вакцины менее иммуногенны для детей и пожилых по сравнению с подростками и взрослыми. Выработанные после иммунизации антитела класса IgM быстро исчезают, поскольку КПС вызывают T-независимый иммунный ответ. Кроме того, повторная иммунизация зачастую не приводит к увеличению титра антител [2]. Чтобы увеличить эффективность полисахаридных вакцин, слабоиммуногенный антиген (КПС) был присоединен ковалентной связью к белку-носителю, способному усиливать иммунный ответ, - так появились конъюгированные полисахарид-белковые вакцины. Конъюгация обеспечивает Т-опосредованный иммунный ответ и переключение класса вырабатываемых антител с IgM на долгоживущие IgG. Конъюгированные полисахарид-белковые вакцины обеспечивают выработку высокого титра антител, в том числе при повторной иммунизации. Эти вакцины также оказались более эффективными при вакцинации детей. Несмотря на достоинства конъюгированных полисахарид-белковых вакцин, их производство и контроль качества сопряжены с высокой стоимостью [3, 4]. Для усиления иммуногенности в составе полисахаридных и конъюгированных полисахарид-белковых вакцин используют адъюванты на основе алюминия. Обладая относительно высокой безопасностью, адъюванты, содержащие алюминий, зачастую неспособны вызвать сильный клеточно-опосредованный иммунный ответ [5, 6].

В этой связи становится актуальной разработка новых, более эффективных бактериальных вакцин и адъювантов. Перспективным кандидатом в этом направлении оказался липополисахарид (ЛПС) - компонент клеточной оболочки и фактор вирулентности грам-отрицательных бактерий. ЛПС способен активировать рецептор TLR4 (Toll-like receptor 4), который играет ключевую роль во врожденном иммунитете. Введение ЛПС вызывает выработку высокого титра протективных антител [7, 8]. Однако клиническое применение ЛПС в вакцинных препаратах ограничено ввиду его крайне высокой токсичности [9]. Токсичность ЛПС обусловлена его структурным компонентом липидом А, который определяет степень активации TLR4 и дальнейший синтез провоспалительных цитокинов [10].

Начиная с прошлого века проводились попытки модификации липида А, чтобы снизить токсичность ЛПС, в то же время сохраняя его иммуногенные свойства. Эти попытки привели к получению клинически применимых детоксифицированных липидов А (д-ЛА) и детоксифицированных липополисахаридов (д-ЛПС). Д-ЛА применяются в качестве адъювантов в зарегистрированных вакцинах и активно исследуются при иммунотерапии различных заболеваний, в том числе онкологических. В последнее время все большее внимание уделяется поиску так называемых встроенных адъювантов, которые связаны ковалентной связью с иммунологически слабым антигеном. Это обеспечивает одновременную доставку антигена и адъюванта к антиген-презентирующим клеткам, что усиливает иммунный ответ и повышает эффективность вакцинации [11].

В роли встроенных адъювантов исследуются хими­чески синтезированные д-ЛА, однако их получение сопряжено с большими затратами [12]. Полученный биотехнологическим путем д-ЛПС (например, ЛПС Shigellasonnei) привлекателен в качестве альтернативного встроенного адъюванта ввиду наличия в составе углеводной части реакционноспособных аминогрупп, которые могут быть использованы для конъюгации с другими антигенами (например, КПС). Кроме того, д-ЛПС обладает оптимальным профилем эффективности и безопасности - он уже применяется в качестве активного компонента в составе зарегистрированных в России вакцин Шигеллвак^® и Флексвак^® [13]. Также активно исследуется противоопухолевая активность д-ЛПС [14, 15].

Строение и биологическая активность ЛПС грам-отрицательных бактерий

ЛПС является основным компонентом наружной мембраны клеточной оболочки грам-отрицательных бактерий, обеспечивает структурную целостность и выполняет барьерную функцию. ЛПС распознается иммунной системой человека и обладает высокой токсичностью - попадание даже нескольких нанограмм ЛПС в системный кровоток вызывает воспаление, лихорадку, лейкопению и повреждение кровеносных сосудов, в результате чего возможно развитие септического шока [16]. ЛПС включает три функционально и структурно различных фрагмента: О-специфический полисахарид (ОПС), связующий олигосахарид кора и липид А.

О-специфический полисахарид (ОПС, О-антиген) построен из повторяющихся олигосахаридных звеньев; ОПС может быть линейным или разветвленным, его длина варьирует от 1 до 50 повторяющихся звеньев. ОПС является иммунологически слабым антигеном, его введение приводит к выработке IgM-антител, которые быстро исчезают [17]. О-антиген обеспечивает серологическую специфичность каждого штамма; разнообразие структур ОПС - основа схем серотипирования многих грам-отрицательных бактерий и эпидемиологического надзора за вспышками заболеваний. Например, насчитывается не менее 181 структур ОПС для E. coli [18]. Вторым структурным компонентом ЛПС грам-отрицательных бактерий является олигосахарид кора. Для всех грам-отрицательных бактерий характерно наличие во внутренней части кора одного или нескольких остатков 3-дезокси-D-манно-окт-2-улозоновой кислоты (Kdo), один из них связан с липидом А кислотолабильной кетозидной связью.

ЛПС, который включает в себя липид А, кор и два или более повторяющихся звена, носит название S-ЛПС (smooth-LPS - по характерной гладкой форме колоний, которые образуют бактерии, продуцирующие S-ЛПС). Существуют мутантные штаммы грам-отрицательных бактерий, которые синтезируют ЛПС, лишенный ОПС - это так называемый R-ЛПС (rough-LPS или ЛОС, липоолигосахарид, - по характерной шероховатой форме колоний таких мутантов); ЛПС с только одним повторяющимся звеном - SR-ЛПС. R-LPS с максимально коротким кором (липид А, соединенный с 2-3 остатками Kdo, продуцируемый глубокими мутантами) называется Re-ЛПС, завершенным кором - Ra-ЛПС. Существуют и другие мутантные формы ЛПС с незавершенным кором - Rd2, Rd1, Rc, Rb (рис. 1) [19].

Основу липида А составляют 2 молекулы глюкоз­амина (GlcN), связанных β(1→6)-связью. Восстанавливающий (проксимальный) глюкозамин (GlcN I) фосфорилирован в положении 1, дистальный (GlcN II) - в положении 4'. Вместо остатков фосфорной кислоты могут присутствовать другие заместители (амино-4-дезокси-β-L-арабиноза, 2-аминоэтилфосфат), которые влияют на иммунологические свойства ЛПС и устойчивость бактериальных клеток к негативным факторам окружающей среды (например, к антимикробным пептидам) [20]. К обоим остаткам глюкозамина присоединены остатки высших жирных кислот (ВЖК): в положениях 2 и 2' - амидной связью; 3 и 3' - сложноэфирной связью. Первичные ВЖК обычно 3-гидроксилированные с (R)-конфигурацией; к первичным гидроксилированным ВЖК сложноэфирной связью присоединены вторичные (ацилоксиацильные) ВЖК. Жирные кислоты в составе липида А обычно насыщены и имеют четное (от 10 до 22) число атомов. Общее число ВЖК в составе липида А может быть различным - от 2 до 7 [21].

Именно липид А обусловливает токсичность ЛПС. Липид А активирует рецепторный комплекс TLR4/MD-2, состоящий из TLR4 и фактора миелоидной дифференцировки 2 (MD-2 - myeloid differentiation factor 2). Активация этого комплекса приводит к индукциии экспрессии провоспалительных цитокинов и интер­феронов. Активация TLR4/MD-2 зависит от структуры липида А: состава ВЖК, их количества, наличия заместителей при C-1 и C-4', количества остатков фосфорной кислоты. Классический агонист TLR4/MD2 - гексаацильный дифосфатный липид А E. coli, имеющий в составе 6 ВЖК (4 ВЖК у GlcN II +2 ВЖК у GlcN I) и 2 остатка фосфорной кислоты. С уменьшением количества ВЖК и остатков фосфорной кислоты в липиде А снижается его токсичность для человека. Например, липид IVa - предшественник липида А, образующийся в процессе биосинтеза, содержит 4 ВЖК и 2 остатка фосфорной кислоты и не активирует комплекс TLR4/MD-2. Однако у мышей липид IVa является агонистом, поскольку структура комплекса TLR4/MD-2 мыши отличается от таковой у человека (рис. 2) [22].

Для получения д-ЛПС и д-ЛА необходима стадия экстракции нативного ЛПС из клеток грам-отрицательных бактерий. Наиболее часто используемые методы экстракции ЛПС включают классический способ экстракции горячим водным фенолом [23]; экстракцию раствором натрия додецилсульфата [24]; смесью петролейный эфир/фенол/хлороформ [25]. Все эти методы отличаются большой длительностью и применением токсичных реактивов, в связи с чем становится актуальным поиск новых методов экстракции ЛПС, более подходящих для промышленного использования.

Методы получения детоксифицированных липидов А

Поскольку в составе ЛПС именно липид А является активатором иммунной системы, множество усилий было направлено на его выделение и детоксификацию. Первый д-ЛА был получен группой E. Ribi в 1970-х годах. Он представляет собой монофосфорилированный гептаацильный липид А, полученный жестким кислотным гидролизом ЛПС дикого серовара Minnesota Re595 Salmonella enterica. Такая обработка приводит к удалению одного остатка фосфорной кислоты у GlcN I и разрушению кетозидной связи между липидом А и углеводной частью ЛПС. В дальнейшем полученный монофосфорилированный гептаацильный липид А (MLA) для дополнительного снижения токсичности был подвергнут мягкой щелочной обработке, чтобы удалить гидроксимиристиновую кислоту в 3-м положении GlcN I. Конечный продукт - гексаацильный монофосфатный липид А (MPL) - стал первым адъювантом, который был одобрен для клинического применения впервые после солей алюминия в начале XX в. (рис. 3).

Ввиду своей высокой гидрофобности MPL чаще всего используется в составе адъювантных систем - эмульсий или липосом [26]. Промышленное получение MPL из S. minnesota Re595 включает промывание бактериальных клеток этанолом и метанолом (для удаления примеси фосфолипидов) и последующую экстракцию высокогидрофобного ЛПС смесью хлороформ/метанол/вода (78 : 22 : 1, о/о). Полученный ЛПС гидролизуют 0,1 M HCl при 100 °С в течение 30 мин. Мягкий щелочной гидролиз полученного MLA проводится в смеси хлороформ/метанол (2 : 1, о/о, pH 10,5) при 50 °С в течение 20 мин [27, 28]. MPL был получен из содержащей ЛПС культуральной жидкости бактерии E. coli K4/EcK4r3 путем гидролиза при 90 °C в течение 2 ч после подкисления HCl до pH 2,75 ± 0,05. Полученный в результате такого гидролиза препарат содержал смесь липидов А, содержащих от 3 до 6 остатков ВЖК и от 1 до 2 остатков фосфорной кислоты. Эта смесь была в дальнейшем детоксифицирована путем перемешивания с 48 % раствором HF при 5 °С в течение 48 ч, что привело к удалению остатка фосфорной кислоты у GlcN I [29].

Представляет интерес выделение MPL из клеток мутантного штамма E. coli, который продуцирует преимущественно монофосфатный гексаацильный липид А за счет введения гена фосфатазы lpxE, удаляющей остаток фосфорной кислоты у GlcN I в процессе биосинтеза ЛПС. Получение MPL из мутантного штамма включает в себя использование смеси хлороформ/метанол/вода (1 : 2 : 0,8, о/о) для экстракции ЛПС с дальнейшим мягким кислотным гидролизом ЛПС при 100 °С в 12,5 мМ растворе натрия ацетата (pH 4,5) [30]. В работе других авторов MPL продуцировался в мутантных штаммах без углеводной части и сразу был экстрагирован аналогичной смесью (хлороформ/метанол/вода - 1 : 2 : 0,8, о/о) без последующего гидролиза [31].

Полученный биотехнологическим путем MPL обычно представляет собой смесь монофосфатных липидов А, которые содержат от 3 до 6 остатков ВЖК, их количественное соотношение определяет иммунологическую активность препарата [32]. Согласно Европейской Фармакопее, содержание тетраацильного липида А должно составлять 15-35 %; пентаацильного липида А - 35-60 %, гексаацильного липида А - 20-40 %, гептаацильного липида А - менее 0,5 % [33]. Синтетические аналоги MPL содержат лишь один активный компонент и могут быть конъюгированы с другими антигенами, выполняя роль встроенного адъюванта [34].

Другое направление получения д-ЛА включает удаление остатков ВЖК из липида А с сохранением обоих остатков фосфорной кислоты. Такой триацильный дифосфатный липид А был выделен из E. coli и получил название OM-174 (рис. 4) [35].

OM-174 получают в результате мягкой щелочной (pH 12,2) обработки ЛПС, липидов А или бактериальных клеток. После обработки клеток и ЛПС необходима стадия кислотного гидролиза (pH 3,5) для отделения липида А от углеводной части. OM-174 также был получен синтетическим путем [36].

Методы получения детоксифицированных ЛПС

Значительный объем сведений о взаимосвязи биологической активности и структуры липида А, полученный при разработке д-ЛА, был применен для получения д-ЛПС. Детоксификация ЛПС также достигается путем удаления остатков ВЖК или фосфорной кислоты в липиде А (рис. 5).

Удалить остатки ВЖК из ЛПС можно тремя путями: химической обработкой, применением ферментов, генно-инженерными методами. Путем генетической модификации штаммов Н. influenzae, В. Pertussis и N. meningitidis была получена смесь пента- и тетраацильных производных R-LPS и S-LPS, которые сохраняют высокий уровень токсичности и, таким образом, не могут быть применены в качестве вакцинных препаратов [37-39]. Другой подход к удалению остатков ВЖК включает применение ферментативного гидролиза с использованием ацилоксиацилгидролаз, которые удаляют вторичные ВЖК из ЛПС. Однако выделенная из клеточной линии промиелоцитов HL-60 ацилоксигид­ролаза удаляет лишь 80-90 % вторичных ВЖК. Конечный препарат представляет собой пирогенную смесь тетра-, пента- и гексаацильных производных ЛПС [40].

Возможно удаление остатков ВЖК из ЛПС путем щелочного гидролиза сложноэфирных связей, которыми связаны первичные и вторичные ВЖК в липиде А. Эта реакция проводится в воде или в органических растворителях при щелочной реакции среды (достигается различными агентами - аммиаком, щелочами, гидразином и т.д.). При щелочной обработке сохраняется углеводная часть ЛПС (кетозидная связь не разрушается), остатки фосфорной кислоты у GlcN I и GlcN II (необходимые для активации комплекса TLR4/MD-2) и антигенные детерминанты в составе углеводной части. Недавно был описан удобный метод детоксификации ЛПС в присутствии детергентов (дезоксихолата или додесцилсульфата натрия), что позволяет проводить реакцию щелочного омыления при полном демицеллировании ЛПС. Проведение реакции в демицеллирующих условиях при повышенной температуре позволяет достичь высокой степени избирательности и воспроизводимости процесса [41-43].

Удаление остатков фосфорной кислоты из липида А в составе ЛПС возможно, как было упомянуто ранее, генно-инженерным методом за счет введения гена фосфатазы lpxE в клетки E. coli [44]. ЛПС, выделенные из клеток E. coli О111:B4, были детоксифицированы щелочной фосфатазой, полученной из слизистой оболочки кишечника быка, при 37 °С в течение 4 ч, после чего фермент был инактивирован нагреванием до 80 °С в течение 10 мин [45].

Для удаления остатка фосфорной кислоты из липида А химическим путем ЛПС подвергают обработке 47 % водной HF при 4 °С в течение 24 ч [46]. Очевидно, что условия этой реакции трудно назвать масштабируемыми. Кроме того, кислотный гидролиз фосфодиэфирной связи в липиде А затруднен ввиду наличия кислотолабильной кетозидной связи между липидом А и кором.

Разработка и внедрение в производство новых штаммов-продуцентов методами генетической инженерии требует значительных затрат; применение ферментов в производстве также сопряжено с рядом трудностей: их высокой ценой, низкой стабильностью, необходимостью создания строгих условий катализируемых ими реакций и затруднительностью их регенерации и повторного использования [47, 48]. Щелочная детоксификация ЛПС с удалением остатков ВЖК в липиде А отличается простотой и не приводит к разрушению эпитопов в углеводной части.

Заключение

Таким образом, д-ЛА и д-ЛПС уже активно применяются в составе зарегистрированных вакцин и могут использоваться в качестве встроенных адъювантов. Однако биотехнологическое получение этих соединений отличается существенными недостатками: большой длительностью, дороговизной, высокой токсичностью применяемых реактивов. Химический синтез д-ЛА также сопряжен с существенными затратами. В этой связи является актуальной разработка новых, более быстрых, экологичных и безопасных методов получения и очистки д-ЛПС и д-ЛА.

Литература

1. Church N.A., McKillip J.L. Antibiotic resistance crisis: challenges and imperatives. Biologia. 2021; 76: 1535-5. DOI: https://doi.org/10.1007/s11756-021-00697-x

2. Rohokale R., Guo Z. Development in the concept of bacterial polysaccharide repeating unit-based antibacterial conjugate vaccines. ACS Infect. Dis. 2023; 9 (2): 178-212. DOI: https://doi.org/10.1021/acsinfecdis.2c00559

3. Frasch C.E. Preparation of bacterial polysaccharide-protein conjugates: analytical and manufacturing challenges. Vaccine. 2009; 27 (46): 6468-70. DOI: https://doi.org/10.1016/j.vaccine.2009.06.013

4. Costantino P., Rappuoli R., Berti F. The design of semi-synthetic and synthetic glycoconjugate vaccines. Expert Opin. Drug Discov. 201; 6 (10): 1045-66. DOI: https://doi.org/10.1517/17460441.2011.609554

5. Zhao T., Cai Y., Jiang Y., He X., Wei Y., Yu Y., Tian X. Vaccine adjuvants: mechanisms and platforms. Signal Transduct. Target Ther. 2023; 8 (1): 283. DOI: https://doi.org/10.1038/s41392-023-01557-7

6. Андреев Ю.Ю., Топтыгина А.П. Адъюванты и иммуномодуляторы в составе вакцин. Иммунология. 2021; 42 (6): 720-9. DOI: https://doi.org/10.33029/0206-4952-2021-42-6-720-729

7. Rietschel E.T., Brade H., Holst O., Brade L., Müller-Loennies S., Mamat U., Zähringer U., Beckmann F., Seydel U., Brandenburg K., Ulmer A.J., Mattern T., Heine H., Schletter J., Loppnow H., Schönbeck U., Flad H.D., Hauschildt S., Schade U.F., Di Padova F., Kusumoto S., Schumann R.R. Bacterial endotoxin: Chemical constitution, biological recognition, host response, and immunological detoxification. Curr. Top Microbiol. Immunol. 1996; 216: 39-81. DOI: https://doi.org/10.1007/978-3-642-80186-0-3

8. Robbins J.B., Schneerson R., Szu S.C. Perspective: hypothesis: serum IgG antibody is sufficient to confer protection against infectious diseases by inactivating the inoculum. J. Infect. Dis. 1995; 171 (6): 1387-98. DOI: https://doi.org/10.1093/infdis/171.6.1387

9. Zielen S., Trischler J., Schubert R. Lipopolysaccharide challenge: immunological effects and safety in humans. Expert Rev. Clin. Immunol. 2015; 11 (3): 409-18. DOI: https://doi.org/10.1586/1744666X.2015.1012158

10. Molinaro A., Holst O., Di Lorenzo F., Callaghan M., Nurisso A., D'Errico G., Zamyatina A., Peri F., Berisio R., Jerala R., Jiménez-Barbero J., Silipo A., Martín-Santamaría S. Chemistry of lipid A: at the heart of innate immunity. Chemistry. 2015; 21 (2): 500-19. DOI: https://doi.org/10.1002/chem.201403923

11. Li Q., Li Z., Deng N., Ding F., Li Y., Cai H. Built-in adjuvants for use in vaccines. Eur. J. Med. Chem. 2022; 227: 113917. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ejmech.2021.113917

12. Taleghani N., Bozorg A., Azimi A., Zamani H. Immunogenicity of HPV and HBV vaccines: adjuvanticity of synthetic analogs of monophosphoryl lipid A combined with aluminum hydroxide. APMIS. 2019; 127 (3): 150-7. DOI: https://doi.org/10.1111/apm.12927

13. Абрамцева М.В., Неманова Е.О., Алехина Н.С. Перспективные направления разработки вакцинных препаратов для профилактики шигеллеза. БИОпрепараты. Профилактика, диагностика, лечение. 2022; 22 (3): 249-65. DOI: https://doi.org/10.30895/2221-996X-2022-22-3-249-265

14. Новикова Е.М., Козырева О.В., Разваляева Н.А., Чухина Е.С., Головина М.Э., Львов В.Л., Апарин П.Г., Степаненко Р.Н. Противо­опухолевая активность лигандов Toll-подобных рецепторов бактерий Shigella sonnei. Иммунология. 2023; 44 (2): 167-80. DOI: https://doi.org/10.33029/0206-4952-2023-44-2-167-80

15. Новикова Е.М., Чухина Е.С., Разваляева Н.А., Козырева О.В., Головина М.Э., Львов В.Л., Апарин П.Г., Степаненко Р.Н. Влияние детоксифицированного липополисахарида Shigella sonnei на экспрессию клетками меланомы В16 опухоль-ассоциированного антигена gp100 и антигенов MHC I. Иммунология. 2024; 45 (1): 68-81. DOI: https://doi.org/10.33029/1816-2134-2024-45-1-68-81

16. Vaure C., Liu Y. A comparative review of toll-like receptor 4 expression and functionality in different animal species. Front. Immunol. 2014; 5: 316. DOI: https://doi.org/10.3389/fimmu.2014.00316

17. Rollenske T., Szijarto V., Lukasiewicz J., Guachalla L.M., Stoj­kovic K., Hartl K., Stulik L., Kocher S., Lasitschka F., Al-Saeedi M., Schröder-Braunstein J., von Frankenberg M., Gaebelein G., Hoffmann P., Klein S., Heeg K., Nagy E., Nagy G., Wardemann H. Cross-specificity of protective human antibodies against Klebsiella pneumoniae LPS O-antigen. Nat. Immunol. 2018; 19 (6): 617-24. DOI: https://doi.org/10.1038/s41590-018-0106-2

18. Liu B., Furevi A., Perepelov A.V., Guo X., Cao H., Wang Q., Reeves P.R., Knirel Y.A., Wang L., Widmalm G. Structure and genetics of Escherichia coli O antigens. FEMS Microbiol Rev. 2020; 44 (6): 655-83. DOI: https://doi.org/10.1093/femsre/fuz028

19. Gorman A., Golovanov A.P. Lipopolysaccharide structure and the phenomenon of low endotoxin recovery. Eur. J. Pharm. Biopharm. 2022; 180: 289-307. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ejpb.2022.10.006

20. Garcia-Vello P., Di Lorenzo F., Zucchetta D., Zamyatina A., De Castro C., Molinaro A. Lipopolysaccharide lipid A: A promising molecule for new immunity-based therapies and antibiotics. Pharmacol. Ther. 2022; 230: 107970. DOI: https://doi.org/10.1016/j.pharmthera.2021.107970

21. Caroff M., Novikov A. Lipopolysaccharides: structure, function and bacterial identification. Oil & Fats Crops and Lipids. 2020; 27: 31. DOI: https://doi.org/10.1051/ocl/ 2020025

22. Di Lorenzo F., Duda K.A., Lanzetta R., Silipo A., De Castro C., Molinaro A. A Journey from structure to function of bacterial lipopolysaccharides. Chem. Rev. 2022; 122 (20): 15767-821. DOI: https://doi.org/10.1021/acs.chemrev.0c01321

23. Westphal O., Jann K. Bacterial lipopolysaccharides. Extraction with phenol-water and further applications of the procedure. Methods Carbohydr. Chem. 1965; 5: 83.

24. Darveau R.P., Hancock R.E. Procedure for isolation of bacterial lipopolysaccharides from both smooth and rough Pseudomonas aeruginosa and Salmonella typhimurium strains. J. Bacteriol. 1983; 155 (2): 831-8. DOI: https://doi.org/10.1128/jb.155.2.831-838.1983

25. Galanos C., Lüderitz O., Westphal O. A new method for the extraction of R lipopolysaccharides. Eur. J. Biochem. 1969; 9 (2): 245-9. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1432-1033.1969.tb00601.x

26. Shi S., Zhu H., Xia X., Liang Z., Ma X., Sun B. Vaccine adjuvants: Understanding the structure and mechanism of adjuvanticity. Vaccine. 2019; 37 (24): 3167-78. DOI: https://doi.org/10.1016/j.vaccine.2019.04.055

27. Charles Ph., Geldhof G., Mancuso V. LPS extraction process. U.S. Patent No. US9499639B2. November 22, 2016.

28. Charles Ph., Myers K.R., Snyder D.S. Methods for the production of 3-o-deactivated-4'-monophosphoryl lipid a (3D-MLA). WIPO (PCT) WO2002078637A2. 2002.

29. Pieretti G., Cipolletti M., D'Alonzo D., Alfano A., Cimini D., Cammarota M., Palumbo G., Giuliano M., De Rosa M., Schiraldi C., Parrilli M., Bedini E., Corsaro M.M. A combined fermentative-chemical approach for the scalable production of pure E. coli monophosphoryl lipid A. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2014; 98 (18): 7781-91. DOI: https://doi.org/10.1007/s00253-014-5865-6

30. Chen J., Tao G., Wang X. Construction of an Escherichia coli mutant producing monophosphoryl lipid A. Biotechnol. Lett. 2011; 33 (5): 1013-9. DOI: https://doi.org/10.1007/s10529-011-0521-z

31. Ji Y., An J., Hwang D., Ha D.H., Lim S.M., Lee C., Zhao J., Song H.K., Yang E.G., Zhou P., Chung H.S. Metabolic engineering of Esche­richia coli to produce a monophosphoryl lipid A adjuvant. Metab. Eng. 2020; 57: 193-202. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ymben.2019.11.009

32. Wang Y.Q., Bazin-Lee H., Evans J.T., Casella C.R., Mitchell T.C. MPL adjuvant contains competitive antagonists of human TLR4. Front. Immunol. 2020; 11: 577823. DOI: https://doi.org/10.3389/fimmu.2020.577823

33. European Pharmacopoeia. 10^th edition. Strasbourg: EDQM, 2019.

34. Liao G., Zhou Z., Suryawanshi S., Mondal M.A., Guo Z. Fully synthetic self-adjuvanting α-2,9-oligosialic acid based conjugate vaccines against group C meningitis. ACS Cent Sci. 2016; 2 (4): 210-8. DOI: https://doi.org/10.1021/acscentsci.5b00364

35. Tommassen J.P.M., Van Der Ley P.A., Geurtsen J.J.G. Glucosamine disaccharides, method for their preparation, pharmaceutical composition comprising same, and their use. WIPO (PCT) Patent WO1995014026A1. May 26, 2006.

36. Moutel S., Bauer J., Chiavarolil C., inventors; OM Pharma SA, assignee. Functionalized beta 1,6 glucosamine disaccharides and process for their preparation. WIPO (PCT) WO2008059307A2. May 22, 2008.

37. Davies J.G., Bauer J., Hirt P., Schulthess A., inventors; NVI Nederlands Vaccininstituut, assignee. Deacylation of LPS in gram negative bacteria. WIPO (PCT) Patent WO2006065139A2. June 22, 1995.

38. Apicella M.A., Sunshine M.G., Lee N.-G., Arumugham R., Gibson B.W., inventors; University of Iowa Research Foundation, assignee. Non-Toxic Mutants of Pathogenic Gram-Negative Bacteria. WIPO (PCT) Patent WO1997019688. June 5, 1997.

39. Pupo E., Hamstra HJ., Meiring H., van der Ley P. Lipopolysaccharide engineering in Neisseria meningitidis: structural analysis of different pentaacyl lipid A mutants and comparison of their modified agonist properties. J. Biol. Chem. 2014; 289 (12): 8668-80. DOI: https://doi.org/10.1074/jbc.M114.554345

40. Munford R.S., Hall C.L., inventors; Board of Regents, The University of Texas System, assignee. Lipopolysaccharides of reduced toxicity and the production thereof. U.S. Patent No. US4929604A. May 29, 1990.

41. Ledov V.A., Golovina M.E., Alkhazova B.I., Lvov V.L., Kovalchuk A.L., Aparin P.G. A pentavalent Shigella flexneri LPS-based vaccine candidate is safe and immunogenic in animal models. Vaccines (Basel). 2023; 11 (2): 345. DOI: https://doi.org/10.3390/vaccines11020345

42. Ledov V.A., Golovina M.E., Markina A.A., Knirel Y.A., L'vov V.L., Kovalchuk A.L., Aparin P.G. Highly homogenous tri-acylated S-LPS acts as a novel clinically applicable vaccine against Shigella flexneri 2a infection. Vaccine. 2019; 37 (8): 1062-72. DOI: https://doi.org/10.1016/j.vaccine.2018.12.067

43. Dyatlov I.A., Svetoch E.A., Mironenko A.A., Eruslanov B.V., Firstova V.V., Fursova N.K., Kovalchuk A.L., Lvov V.L., Aparin P.G. Molecular lipopolysaccharide Di-Vaccine protects from Shiga-toxin producing epidemic strains of Escherichia coli O157:H7 and O104:H4. Vaccines (Basel). 2022; 10 (11): 1854. DOI: https://doi.org/10.3390/vaccines10111854

44. Zariri A., Pupo E., van Riet E., van Putten J.P., van der Ley P. Modulating endotoxin activity by combinatorial bioengineering of meningococcal lipopolysaccharide. Sci. Rep. 2016; 6: 36575. DOI: https://doi.org/10.1038/srep36575

45. Bates J.M., Akerlund J., Mittge E., Guillemin K. Intestinal alkaline phosphatase detoxifies lipopolysaccharide and prevents inflammation in zebrafish in response to the gut microbiota. Cell Host Microbe. 2007; 2 (6): 371-82. DOI: https://doi.org/10.1016/j.chom.2007.10.010

46. Phillips N.J., Adin D.M., Stabb E.V., McFall-Ngai M.J., Apicella M.A., Gibson B.W. The lipid A from Vibrio fischeri lipopolysaccharide: a unique structure bearing a phosphoglycerol moiety. J. Biol. Chem. 2011; 286 (24): 21203-19. DOI: https://doi.org/10.1074/jbc.M111.239475

47. Silva A.R.M., Alexandre J.Y.N.H., Souza J.E.S., Neto J.G.L., de Sousa Júnior P.G., Rocha M.V.P., Dos Santos J.C.S. The chemistry and applications of Metal-Organic Frameworks (MOFs) as industrial enzyme immobilization systems. Molecules. 2022; 27 (14): 4529. DOI: https://doi.org/10.3390/molecules27144529

48. Le H., Vishwanathan N., Jacob NM., Gadgil M., Hu W.S. Cell line development for biomanufacturing processes: recent advances and an outlook. Biotechnol. Lett. 2015; 37 (8): 1553-64. DOI: https://doi.org/10.1007/s10529-015-1843-z

Материалы данного сайта распространяются на условиях лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License («Атрибуция - Всемирная»)